Buscar en
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica
Toda la web
Inicio Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica La fiebre/encefalitis por virus West Nile: reemergencia en Europa y situación e...
Información de la revista
Vol. 30. Núm. 2.
Páginas 75-83 (Febrero 2012)
Compartir
Compartir
Descargar PDF
Más opciones de artículo
Visitas
21527
Vol. 30. Núm. 2.
Páginas 75-83 (Febrero 2012)
Revisión
Acceso a texto completo
La fiebre/encefalitis por virus West Nile: reemergencia en Europa y situación en España
West Nile fever/encephalitis: re-emergence in Europe and the situation in Spain
Visitas
21527
Elena Sotelo, Jovita Fernández-Pinero, Miguel Ángel Jiménez-Clavero
Autor para correspondencia
majimenez@inia.es

Autor para correspondencia.
Centro de Investigación en Sanidad Animal (CISA), Instituto Nacional de Investigación y Tecnología Agraria y Alimentaria (INIA), Valdeolmos, Madrid, España
Este artículo ha recibido
Información del artículo
Resumen
Texto completo
Bibliografía
Descargar PDF
Estadísticas
Tablas (1)
Tabla 1. Brotes de fiebre/encefalitis por virus West Nile en Europa y la cuenca mediterránea, ordenados cronológicamente, desde 1951 a la actualidad
Resumen

En los últimos años se ha producido un incremento en la incidencia y rango geográfico de algunas arbovirosis, de las cuales quizá la más destacable sea la fiebre/encefalitis por virus West Nile. Esta enfermedad no recibió demasiada atención hasta los graves brotes ocurridos entre 1996 y 1999 en Rumanía, Rusia e Israel. Pero el acontecimiento que provocó una atención sin precedentes fue su aparición en Nueva York en 1999. Desde entonces su incidencia no ha dejado de crecer, y su rango geográfico de ampliarse. En América se ha extendido de costa a costa y desde Canadá hasta Argentina. En Europa ha aumentado su incidencia allí donde ya había ocurrido, y, recientemente, afectado zonas donde nunca antes había sido observada. El presente artículo es una revisión sobre el virus, la enfermedad, y su situación en Europa, con especial referencia a España, donde en 2010 se produjeron casos clínicos humanos y veterinarios.

Palabras clave:
West Nile
España
Europa
Enfermedad emergente
Abstract

Some arbovirosis have increased their incidence and geographic range in the past few years. This phenomenon has been particularly noticeable in the case of West Nile fever/encephalitis. This disease did not receive much attention until serious outbreaks occurred in Romania, Russia and Israel between 1996 and 1999. But the event drawing an unprecedented attention to this disease was its occurrence in New York in 1999. Since then its incidence and geographic range has not ceased to grow. In America it has extended from coast to coast and from Canada to Argentina. In Europe, the disease incidence has increased in areas where it had already been reported, and, recently, affected other areas where it had never been observed before. The present article is a review on the virus, the disease, and its situation in Europe, with special reference to Spain, where in 2010 human and veterinary cases were reported.

Keywords:
West Nile
Spain
Europe
Emerging disease
Texto completo
Descripción general y clasificación del virus West Nile

El virus West Nile (WNV) es un arbovirus zoonótico emergente extendido ampliamente en el mundo y de impacto considerable en sanidad animal y en salud pública1. Transmitido fundamentalmente por picadura de mosquitos, su reservorio natural lo constituye un amplio rango de especies de aves silvestres, que con sus migraciones contribuyen a dispersar el virus fuera de sus zonas endémicas. Asimismo, el virus puede resultar patogénico en humanos y equinos. La fiebre/encefalitis causada por este virus puede tener graves repercusiones sanitarias, y el hecho de que puede propagarse internacionalmente con rapidez hace que sea una de las enfermedades incluidas en el Reglamento Sanitario Internacional de la Organización Mundial de la Salud (OMS, www.who.int), así como en la lista de enfermedades de declaración obligatoria de la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE, www.oie.int). En la actualidad el WNV es el arbovirus más extendido en el mundo, y en las últimas décadas ha cobrado una mayor importancia debido a su sorprendente capacidad de invadir nuevas zonas geográficas causando en numerosas ocasiones brotes epidémicos de gran virulencia.

Estructura y organización genómica del WNV

El WNV pertenece a la familia Flaviviridae, género Flavivirus, y dentro de éste se engloba en el serocomplejo de la encefalitis japonesa junto con otros virus encefalíticos como el de la encefalitis de Saint Louis (SLEV), encefalitis del valle de Murray (MVEV) y encefalitis japonesa (JEV)2. Su genoma comprende una única molécula de ARN de cadena sencilla y polaridad positiva de unos 11.000 nucleótidos que codifica una poliproteína que es procesada proteolíticamente para dar lugar a las 10 proteínas víricas maduras. De ellas, tres son estructurales (cápsida, C; premembrana/membrana, prM/M y envoltura, E) y están implicadas en la interacción con la superficie de la célula hospedadora y en la formación de la cápsida y la envoltura vírica. Las otras siete proteínas son no estructurales (NS1, NS2A, NS2B, NS3, NS4A, NS4B y NS5) y se consideran multifuncionales, actuando de forma directa o indirecta en la replicación vírica3. Los extremos 3′ y 5′ no codificantes (NTR) son regiones con estructuras secundarias muy conservadas y de importancia en la replicación vírica.

Ciclo de replicación vírica

Todavía se desconoce cuáles son los receptores celulares del WNV, aunque hay datos acerca de la implicación de la clatrina en el mecanismo de endocitosis del virus4 y de los microdominios ricos en colesterol o «lipid rafts» (balsas lipídicas) en el proceso de infección5. La entrada de los viriones en la célula va seguida de un descenso de pH que propicia la fusión de la membrana vírica con la membrana de la vesícula endosómica, produciéndose la liberación de la nucleocápsida vírica en el citoplasma de la célula6. El genoma de ARN se libera y se traduce en una única poliproteína que posteriormente origina las proteínas víricas maduras. El ensamblaje y la encapsidación del virión ocurren en asociación con las membranas del retículo endoplasmático rugoso, y los viriones inmaduros intracelulares se acumulan en vesículas para posteriormente ser modificados y liberados por exocitosis como viriones maduros7,8.

Historia y distribución de brotes epidémicos

El WNV se aisló por primera vez a partir de sangre de una mujer febril en el distrito de West Nile, en Uganda en 19379 y posteriormente de mosquitos, aves y humanos en Egipto a principios de los años cincuenta10,11, estableciéndose así su ciclo epidemiológico básico (ave-mosquito). En esa misma década de 1950 ocurrieron en Israel los primeros brotes de enfermedad grave en humanos12.

En Europa el primer brote epidémico documentado tuvo lugar en la Camarga francesa en los años 1962 a 1965, afectando a caballos y a humanos13,14. En el Alentejo portugués se detectó un brote de encefalitis en caballos en 1968, que se atribuyó (por pruebas serológicas efectuadas a posteriori) a infección por WNV15. Sin embargo, es a partir de los años noventa cuando aumenta tanto el número de brotes como la virulencia de los mismos. De entre ellos los ocurridos en Bucarest (Rumanía) en 1996-199716 y en Volgogrado, al sur de Rusia, en 199917, se consideran los mayores brotes causados por arbovirus registrados hasta la fecha en Europa, con centenares de casos de enfermedad neurológica grave y decenas de muertes en ambos. Destacan también los brotes ocurridos en Israel entre 1997 y 2000, de incidencia similar18–22. A finales de los años noventa se detectaron brotes en caballos en Italia23 y Francia24. En este último país siguieron produciéndose casos esporádicos, tanto en caballos como en humanos, en los años siguientes25. La tabla 1 muestra un resumen cronológico de los brotes por WNV registrados en Europa y la cuenca mediterránea.

Tabla 1.

Brotes de fiebre/encefalitis por virus West Nile en Europa y la cuenca mediterránea, ordenados cronológicamente, desde 1951 a la actualidad

Año(s)  País  Carácter  Especie(s) afectada(s)  Referencias 
1951  Egipto  Esporádico  Humanos, aves  10, 11 
1951-52  Israel  Epidémico  Humanos  12 
1962-65  Francia  Epidémico  Caballos, humanos  13, 14 
1968  Portugal  Epidémico  Caballos  15 
1963-65  Rusia  Epidémico  Humanos  89 
1985  Ucrania  Epidémico  Humanos  89 
1994  Argelia  Epidémico  Humanos  14 
1996  Rumania  Epidémico  Humanos  16 
1996  Marruecos  Epidémico  Caballos  53 
1997  Túnez  Epidémico  Humanos  14 
1998  Italia  Epidémico  Caballos  20 
1997-2001  Israel  Epidémico  Humanos, caballos, aves  19 
1998  Georgia    Humanos  89 
1999  Rusia  Epidémico  Humanos  17, 85 
2000  Francia  Epidémico  Caballos  21 
2003  Francia  Esporádico  Caballos, humanos  22 
2003  Túnez  Epidémico  Humanos  58 
2004  Portugal  Esporádico  Humanos  78 
2004  España  Esporádico  Humanos  76 
2004  Francia  Esporádico  Aves, caballos  40 
2004  Israel  Esporádico  Humanos  45 
2004  Hungría  Esporádico  Aves  42 
2006  Francia  Esporádico  Caballos  41 
2007  España  Esporádico  Aves  61 
2008  Austria  Esporádico  Aves  59 
2008-10  Italia  Epidémico  Caballos, humanos, aves  47-51 
2010  Grecia  Epidémico  Humanos, Aves  63, 83 
2010  Marruecos  Epidémico  Caballos  52 
2010  España  Epidémico  Caballos, humanos  62 
2010  Rusia  Epidémico  Humanos  56-57 
2010  Bulgaria  Epidémico  Caballos  60 
2010  Rumanía  Esporádico  Humanos  55 
2010  Hungría  Esporádico  Humanos  44 
2010  Israel  Esporádico  Humanos  46 

Entre agosto y septiembre de 1999, el WNV alcanzó el Nuevo Mundo, hipotéticamente fruto de una introducción única desde Israel en el área de la ciudad de Nueva York26,27, donde causó un brote epidémico que afectó a humanos, caballos y aves28. Pese a las bajas temperaturas, el virus sobrevivió al invierno para resurgir al año siguiente29. Mientras que en los años 2000 y 2001 la expansión del WNV en EE. UU. fue más o menos contenida, en 2002 el número de casos en aves, caballos y humanos aumentó dramáticamente para, a finales de 2004, estar presente en todos los estados continentales30. Desde su introducción en 1999 hasta 2010, se han registrado en este país más de 30.000 casos clínicos y alrededor de 1.200 muertes en humanos, más de 25.000 casos equinos y millares de muertes en aves31.

El rango geográfico del WNV en el continente americano sigue aumentando y, además de en EE. UU., se ha detectado su actividad en otros países. En Canadá, el WNV fue aislado por primera vez en aves en 2001, mientras que la expansión hacia el sur fue advertida por vez primera en las Islas Caimán en ese mismo año32, detectándose circulación vírica posteriormente en Jamaica33, República Dominicana34, Cuba35, Puerto Rico36, Guadalupe37, México38,39, Argentina40, Venezuela41 y Colombia42.

Con respecto a WNV en Europa y la cuenca mediterránea, desde 2000ha ocurrido un recrudecimiento de la situación, aumentando la actividad de la enfermedad en aquellos lugares en donde ya había sido observada, como Francia25,43,44, Hungría45–47, Israel48,49, Italia50–54, Marruecos55,56, Portugal57, Rumanía58, Rusia59,60 y Túnez61, y apareciendo en nuevos territorios, como Austria62, Bulgaria63, España64,65 y Grecia66 (tabla 1). En 2010 en particular ha tenido lugar un significativo aumento de casos humanos en Europa (342 casos clínicos, 41 muertes), en Grecia, Hungría, Rumanía, Italia y España. El brote en Grecia fue el peor que ha ocurrido en la Unión Europea hasta hoy, con 35 fallecidos. Las otras muertes por la enfermedad se produjeron en Rumanía y Hungría (5 y 1 casos mortales, respectivamente). Es destacable también que en esta década se detectan por primera vez en Europa, en concreto en Francia, Italia, España, Hungría y Austria, casos esporádicos de patogenicidad en aves43,45,62,64,67.

La fiebre/encefalitis por WNV en España

Los primeros estudios que describen la presencia de anticuerpos hemaglutinantes frente al WNV en humanos y animales en nuestro país datan de los años setenta68–70, pero es a partir del año 2000 cuando se registran los datos más significativos acerca de la circulación de este virus en España. Por un lado, un estudio en humanos reveló una baja seroprevalencia (0,6%) de anticuerpos frente a la enfermedad en el sur de España71. Por otro, en estudios seroepidemiológicos realizados en el entorno del Parque Nacional de Doñana se reveló una seroprevalencia global del 10,4% en aves de distintas especies en 200472, siendo ésta mayor en aves migratorias que en residentes, y, dentro de las primeras, más elevada en las subsaharianas73. Además, en una especie en particular, la focha común (Fulica atra), se halló un 40% de seroprevalencia y en varios individuos se pudo demostrar seroconversión, lo que confirmaba por primera vez la circulación de WNV en España74.

Paralelamente, entre 2001 y 2005 en Castilla La Mancha se detectaron anticuerpos específicos para el WNV, así como muestras RT-PCR positivas al mismo virus en águilas imperiales en cautividad y en libertad75. Dos años después (septiembre de 2007) se consiguió aislar por primera vez el WNV en España a partir de dos águilas reales, una sana y otra enferma que presentaba signos neurológicos64.

En lo que respecta a caballos, en 2005 se detectaron anticuerpos neutralizantes frente a WNV en distintas regiones del Parque Nacional de Doñana, mostrando valores de seroprevalencia cercanos al 8% pero sin registrarse casos clínicos76. Las tasas de anticuerpos positivos en équidos descendieron en los años subsiguientes77 y no volvió a haber evidencia de circulación de WNV en esta especie en España hasta septiembre de 2010, cuando en el sur de Cádiz, no lejos de la zona de Doñana donde se han hecho la mayor parte de los estudios serológicos citados, tuvo lugar una epizootia de WNV con 31 brotes que afectaron a 44 caballos, de los cuales 9 sucumbieron a la enfermedad, constituyendo éste el primer brote de enfermedad por WNV en caballos en España65.

En humanos hasta ahora se han documentado únicamente tres casos clínicos en nuestro país, todos ellos con signos de meningitis. El primero, en 2004, fue un varón de 21años residente en Cataluña y que había pasado el verano en Valverde de Leganés (Badajoz) donde presuntamente pudo adquirir la infección78,79. Cabe señalar que en 2004 hubo dos casos humanos de enfermedad por WNV en turistas irlandeses que visitaron zonas del Algarve con interés ornitológico80. En esas mismas zonas se detectó poco después actividad del virus en mosquitos81. Los otros dos casos clínicos tuvieron lugar en Chiclana de la Frontera y en Benalup-Casas Viejas (Cádiz) en septiembre de 2010, coincidiendo con los primeros casos de enfermedad por WNV en caballos citados anteriormente82.

Genotipos y epidemiología molecular del WNV

Los análisis filogenéticos basados en la secuencia nucleotídica del genoma completo de aislados del WNV permiten su clasificación en al menos 5 linajes diferenciados, mostrando entre ellos una divergencia genética de entre un 20 y un 25%83. Su división filogenética no correlaciona con su distribución geográfica, lo que pone de relevancia la importancia de las migraciones aviares en la dispersión del virus84.

El linaje 1 presenta distribución mundial, pudiendo afectar a humanos, caballos y aves. Dentro de este linaje se pueden distinguir dos clados: el 1a, que comprende aislados de Europa, África, América e Israel, y el 1b, representado por el subtipo australiano Kunjin85. El linaje 2 se consideraba restringido a África Subsahariana y Madagascar, hasta que a partir de 2004 se ha venido detectando en varios países del centro y este de Europa (Austria, Hungría, Rusia, Grecia y Rumanía) afectando a aves, caballos y humanos58,59,86. El linaje 3 o virus Rabensburg comprende dos representantes obtenidos de mosquitos Culex pipiens en la República Checa en 1997 y 199987 y el linaje 4 engloba varios aislados, el primero detectado en 1988 en el Cáucaso (Krasnodar) a partir de la garrapata Dermacentor marginatus88. Hasta la fecha no hay descrito ningún caso de enfermedad asociado a los linajes 3 y 4, y se desconoce si son capaces de afectar al ser humano. Por último, el linaje 5 está constituido por aislados de la India de los años 1955-1982 de procedencia diversa, incluyendo aislamientos a partir de mosquitos, murciélagos y humanos83. Recientemente (2006) se ha detectado en España en un pool de mosquitos tomado en las Marismas del Odiel (Huelva) un virus que genéticamente parece corresponder a un sexto linaje de WNV89. Los análisis filogenéticos ofrecen resultados relevantes para conocer la dinámica y dispersión geográfica de estos virus. La reciente introducción y posterior establecimiento de circulación endémica y dispersión geográfica en Europa de virus de linaje 2 es un claro ejemplo de esta dinámica46,86. En estudios recientes se muestra como todos los WNV detectados en países del entorno Mediterráneo Occidental desde 1996 están estrechamente relacionados, lo que parece sugerir una única introducción seguida de dispersión y evolución en la zona, donde el virus podría haber establecido un ciclo endémico67,90.

Eco-epidemiología del WNV

El WNV se mantiene en la naturaleza en un ciclo enzoótico entre mosquitos, que constituyen los vectores, y aves, que constituyen los reservorios epidemiológicos91. El WNV es considerado un generalista ecológico por la gran diversidad de hospedadores que puede infectar92. Lo más habitual es que se mantenga en un ciclo selvático o rural, circulando entre aves residentes en humedales y mosquitos ornitofílicos. En determinados casos, este ciclo puede desbordarse y pasar a convertirse en urbano, transmitiéndose entre aves sinantrópicas y mosquitos puente93, pudiendo afectar ocasionalmente a otros hospedadores vertebrados e incluso al hombre.

Vectores artrópodos

Los mosquitos son el principal vector del WNV y solo aquellas especies en las que el virus replica y alcanza posteriormente las glándulas salivales vía hemolinfa son vectores competentes. En África, sur de Europa y Asia occidental, el WNV se ha aislado a partir de más de 40 especies competentes para la transmisión del virus, fundamentalmente pertenecientes al género Culex. De ellas, en África y Oriente Medio el principal vector es Cx. univittatus; en Europa, Cx. pipiens, Cx. modestus y Coquillettidia richiardii y en Asia, Cx. quinquefasciatus, Cx. tritaeniorhynchus y Cx. vishnui93. En EE. UU. se han descrito más de 50 especies competentes, teniendo especial relevancia Cx. pipiens, Cx. quinquefasciatus y Cx. restuans. Además existen evidencias de transmisión vertical de WNV en mosquitos Culex, tanto en la naturaleza94 como experimentalmente95, así como de la capacidad de estos mosquitos para mantener el virus viable durante el invierno96.

Por otra parte, el WNV se ha aislado tanto de garrapatas blandas (familia Argasidae, género Argas) como de garrapatas duras (familia Ixodidae, géneros Hyalomma y Dermacentor)88,97 y está descrita la transmisión vertical a las larvas y que éstas son capaces de transmitir el virus98. La capacidad vectorial de las garrapatas no está bien establecida aún.

Aves

Las aves silvestres son el principal hospedador del WNV, desempeñando las aves migratorias un papel clave en su dispersión. En el Viejo Mundo se ha aislado WNV de diferentes aves residentes y migratorias, acuáticas y terrestres sin que se hayan observado casos de enfermedad o mortalidad reseñable a excepción de enfermedad neurológica en gansos domésticos99 y cigüeñas en Israel en 1998100 o, esporádicamente en Austria, Hungría, Francia, Italia y España43,45,62,64,67. En Norteamérica se han encontrado 284 especies de aves distintas infectadas con WNV92 y, a diferencia de lo que ocurre en el Viejo Mundo, la tasa de mortalidad en muchas de ellas es muy elevada. Algunas especies (especialmente Passeriformes) son muy susceptibles a la infección por WNV y desarrollan elevadas viremias, que son infectivas para los mosquitos que se alimenten en ellas101. A pesar de que la transmisión de WNV es fundamentalmente debida a vectores artrópodos, diversos estudios han hallado diseminación del virus por las vías oral y cloacal, así como transmisión por contacto y por ingestión de carne contaminada (ratones infectados) en algunas de las especies estudiadas101. Algunos autores consideran que la mayor susceptibilidad al virus en aves de Norteamérica que en las del Viejo Mundo es la causa de la diferente epidemiología observada a ambos lados del Atlántico31. No obstante, la susceptibilidad de las aves euroafricanas a este virus no debe ser infravalorada, como demuestra un estudio reciente en el que un ave autóctona de la Península Ibérica como es la perdiz roja sufrió enfermedad mortal causada por cepas locales del virus102.

Otros hospedadores vertebrados

La infección por WNV se ha podido evidenciar (por detección de anticuerpos específicos en suero, o de antígeno o genoma o aislamiento del virus a partir de suero y/o tejidos) en una amplia variedad de especies de mamíferos, aunque es poco habitual que éstos desarrollen la enfermedad o se consideren reservorios importantes de este patógeno. Como excepción, los lémures y varias especies de ardillas son los únicos mamíferos que alcanzan niveles de viremia suficientes como para permitir la continuidad del ciclo biológico de WNV103–105.

Los caballos y los seres humanos son también susceptibles a la infección por WNV, y aunque pueden llegar a enfermar, actúan como fondo de saco epidemiológico, ya que no alcanzan niveles de viremia suficientes como para infectar de nuevo a un mosquito. La tasa de enfermedad en caballos infectados es de un 10% con una estimación de que 1 de cada 3 caballos que padecen encefalitis acaban sucumbiendo a la enfermedad106. En humanos, la mayoría de las infecciones por WNV son causadas por la picadura de mosquitos infectados. Sin embargo, aunque cuantitativamente de menor importancia, también están descritas otras vías de transmisión como son la intrauterina107, la lactancia108,109, las transfusiones de sangre110, el trasplante de órganos111,112, y la inoculación intracutánea accidental en manipulaciones de laboratorio113.

Existen también diversos reptiles y anfibios susceptibles a la infección por WNV y, entre ellos, tanto los caimanes −Alligator mississippiensis114 como la rana de lago −Rana ridibunda115,116 son considerados reservorios competentes del virus.

Factores asociados a la emergencia del WNV

En las dos últimas décadas el WNV ha aumentado notablemente tanto su distribución geográfica como su incidencia. Los factores que pueden influir en esta emergencia del virus se pueden clasificar en dos tipos: 1) factores virológicos, y 2) factores ambientales.

Dentro de los factores virológicos debe mencionarse en primer lugar la emergencia de patogenicidad en aves. Durante las seis décadas siguientes a la identificación del WNV en Uganda en 1937, no se registraron casos reseñables de enfermedad o muerte en aves debidos a este virus. Sin embargo, en los brotes recientes de Israel y EE. UU. se ha detectado una elevada tasa de morbilidad y mortalidad en aves117,118, como así mismo se han registrado casos esporádicos de enfermedad en distintas especies aviares en brotes recientes de WNV en Europa43,45,62,64,67. Existe evidencia experimental que vincula la presencia de un determinado genotipo del virus a la virulencia en aves. Se ha observado que la posición 249 de la proteína NS3 (NS3249) está ocupada por prolina (P) en la mayoría de las cepas virulentas de WNV, y que la sustitución de ésta por treonina (T) en la cepa altamente patogénica NY99 conduce a un descenso notable de su patogenicidad en cuervos americanos (Corvus brachyrhynchos), mientras que la sustitución inversa (P x T) en una cepa cercana de baja virulencia (Kenia/1998) supone un aumento significativo de patogenicidad en esta especie119. Esta mutación ha surgido a lo largo de la historia molecular del linaje 1 de WNV al menos en cuatro ocasiones, la última, en el Mediterráneo Occidental90, pero estudios recientes no parecen confirmar una mayor patogenicidad para las cepas mediterráneas recientes del virus que la poseen, ni en ratones90 ni en aves susceptibles102.

Por otro lado, la adaptación vírica a la replicación a altas temperaturas puede igualmente considerarse un factor virológico con influencia potencial en la emergencia reciente del virus. Diversos estudios muestran que desde 2002 el genotipo dominante en EE. UU. es el denominado WN02, aislado que se disemina más rápido y de forma más eficiente a temperaturas elevadas que el prototipo NY99 del que probablemente deriva120,121.

En cuanto a los factores ambientales relacionados con la emergencia de WNV, se consideran tres tipos principales, según tengan relación con el clima, con los reservorios o con los vectores. Entre los primeros, el calentamiento global tiene un efecto directo en la emergencia del WNV ya que en mosquitos poiquilotermos, un aumento de la temperatura exterior provoca una mayor virogénesis y un período de incubación extrínseca más corto122. Por otro lado, un aumento en la duración de la temporada de transmisión favorece una expansión del virus a latitudes y altitudes más extremas1.

Acerca de los factores que afectan a los reservorios, la composición y abundancia de las distintas especies de aves en un determinado ecosistema puede influir notablemente en la dinámica de transmisión. Se ha sugerido en diversos estudios que la biodiversidad está relacionada con la menor incidencia de la enfermedad123–125, lo que podría explicar por qué en América hay menos casos de enfermedad por el WNV a medida que disminuye la distancia a los trópicos ya que en éstos la diversidad de especies aviares aumenta, y con ello la abundancia de hospedadores no competentes que actuarían amortiguando la transmisión por «efecto dilución». Sin embargo, a falta de evidencia directa, no pueden descartarse otras hipótesis, en particular una circulación de aislados de WNV menos virulentos39 o una posible inmunidad cruzada frente a otros flavivirus, que protegería frente al WNV126. En cuanto a los factores que dependen de los vectores, las variaciones en la composición/abundancia de los vectores competentes en una zona pueden influir de forma muy importante en la transmisión del WNV, y ésto a su vez depende de factores climáticos, y biológicos (biodiversidad). Por otro lado, la presencia de flavivirus heterólogos (no-WNV) en la zona puede influir de diversas formas: por un lado, creando inmunidad cruzada en los reservorios, actuando como «barrera» inmunitaria contra la transmisión del WNV. Existen estudios donde se demuestra que en el gorrión común (Passer domesticus) una infección previa con WNV genera una protección cruzada frente a un posterior desafío con el SLEV, y viceversa, una primera infección con SLEV reduce los niveles de viremia de WNV tras una posterior inoculación del ave con dicho virus127,128. No obstante, la presencia previa del SLEV endémico en ciertas zonas de los EE. UU. no ha impedido la entrada del WNV sino que, muy al contrario, éste ha desplazado epidemiológicamente a aquél129. En Europa, el único flavivirus circulante perteneciente al mismo serocomplejo que el WNV es el virus Usutu (USUV). Análogamente a lo sucedido en EE. UU. con SLEV y WNV, en Europa ambos virus WNV y USUV co-circulan en diversas zonas, como es el caso al menos de Austria, Hungría e Italia46,130,131. Por otro lado, la propia infección de los vectores con flavivirus heterólogos podría afectar a su competencia para la transmisión del WNV. Un estudio reciente reveló que la infección previa de Cx. quinquefasciatus con un flavivirus de mosquito (Izabal) no afectó a su competencia para transmitir WNV inoculado a posteriori, pero al inocular ambos virus simultáneamente, se observó una mayor transmisibilidad del WNV por este vector132.

Patogénesis y respuesta inmune

El WNV replica en el sitio de la inoculación y de ahí se dirige a los nódulos linfáticos y al torrente sanguíneo133. El paso del virus al sistema nervioso central (SNC) se produce debido al aumento de la permeabilidad de la barrera hematoencefálica tras lo que el WNV infecta directamente a las neuronas, en particular a las de los núcleos profundos y a las de la materia gris del cerebro, tronco del encéfalo y médula espinal134,135.

La inmunidad celular es fundamental para resolver la infección del WNV en el SNC. Las células T CD8+ específicas frente al WNV secretan citoquinas proinflamatorias, que promueven la lisis de las neuronas infectadas por WNV, mientras que las células T CD4+ sustentan las respuestas específicas de las células T CD8+ que permiten la eliminación del WNV136. En cuanto a la inmunidad humoral, recientemente se ha comprobado que diferentes estadios de maduración del virión influyen en la sensibilidad del WNV a su neutralización por anticuerpos137. Por otra parte, diversos estudios en seres humanos sugieren que tanto una deleción en el gen codificante del CCR5 (receptor de quimioquina), como la forma hipomórfica del alelo del gen OAS1 (oligoadenilato sintetasa), constituyen factores de riesgo para el desarrollo de una infección grave por WNV138–140.

Sintomatología clínica

Alrededor de un 80% de las infecciones por WNV en humanos son asintomáticas, mientras que en el 20% restante la mayor parte suele desarrollar la denominada fiebre por WNV141. Ésta consiste en un inicio súbito de la enfermedad con presencia de fiebre, fatiga, malestar, cefalea, dolor muscular y debilidad, a veces acompañada de rash cutáneo. La forma neuroinvasiva de la enfermedad solo se manifiesta en aproximadamente 1 de cada 150 casos clínicos y lo hace en forma de meningitis, encefalitis o parálisis141. El riesgo de padecer encefalitis se incrementa con la edad y es mayor en personas inmunodeprimidas134 o que han sufrido trasplante de órganos111,142. Los signos clínicos que caracterizan los casos de encefalitis van desde una desorientación leve hasta signos de ataxia, temblores y/o parkinsonismos, que pueden desembocar en el coma o incluso la muerte del paciente, que ocurre entre un 4 y un 14% de los casos de enfermedad neuroinvasiva143.

En caballos infectados por WNV, el período de incubación oscila entre 3 y 15días106 y la mayoría no muestran signos clínicos144, aunque la ataxia es frecuente. Un 10% de los casos clínicos sufre una forma severa (encefalitis) con signos neurológicos. La tasa de mortalidad en estos casos es del 33%106.

Aunque muchas especies de aves son resistentes a la enfermedad (incluidas algunas de producción como pollos y pavos), la infección suele ser fatal en aquellas especies susceptibles, entre ellas el cuervo americano y ciertas rapaces101. En ocasiones, las aves muestran signos neurológicos antes de morir145, como por ejemplo ataxia, temblores, desorientación, movimientos en círculo o posturas anormales101.

En roedores el virus es altamente neuroinvasivo y neurovirulento. La inoculación intraperitoneal de WNV en ratones generalmente conduce a una encefalitis fatal, de ahí que se considere un modelo útil para reproducir la enfermedad neurológica en humanos146.

Diagnóstico de laboratorio

El diagnóstico de la infección por WNV se basa en técnicas de detección del virus y/o su genoma (diagnóstico directo) y/o de anticuerpos frente a éste (diagnóstico indirecto). Con respecto a las primeras, la presencia del genoma vírico en muestras sanguíneas (suero, plasma, sangre total) o en líquido cefalorraquídeo (LCR) se determina habitualmente por reacción en cadena de la polimerasa-transcripción inversa (RT-PCR), habiéndose desarrollado diversos métodos para este fin, si bien es conveniente utilizar técnicas validadas para la detección de al menos aquellos linajes genéticos relevantes clínicamente, como los linajes 1 y 2 actualmente circulantes en Europa147–149. La presencia de virus infectivo se pone de manifiesto mediante técnicas virológicas como el aislamiento del virus, normalmente en cultivo celular, que requiere posterior confirmación mediante RT-PCR, inmunofluorescencia directa (IFD) con anticuerpo monoclonal o antisuero específicos, o neutralización in vitro con antisueros específicos. Las muestras empleadas con mayor frecuencia para la detección de virus son la sangre y el líquido cefalorraquídeo y, en especímenes post-mortem, los tejidos de elección son fundamentalmente el tejido nervioso (cerebro y médula espinal) en mamíferos y corazón, hígado, intestino, cerebro y riñón en aves. En la vigilancia epidemiológica del WNV también resulta de utilidad analizar la presencia del virus en mosquitos, para lo cual éstos se homogenizan y analizan por los mismos métodos mencionados anteriormente. En cuanto a las técnicas de detección de anticuerpos específicos, las hay de dos tipos: las de barrido, como el enzimoinmunoensayo (ELISA), el test de inhibición de la hemaglutinación (HIT) y la inmunofluorescencia indirecta (IFI), y las de confirmación, más específicas, basadas fundamentalmente en la prueba de la virus-neutralización150,151. Existe un alto grado de reactividad cruzada entre los flavivirus, tanto a nivel de género como entre miembros del mismo serogrupo. Por este motivo, se suele realizar una titulación en paralelo de la capacidad neutralizante de los sueros problema frente al WNV y a un segundo flavivirus del mismo serogrupo, de forma que la especificidad de los anticuerpos se determinará en base a las diferencias obtenidas en el título74. El diagnóstico serológico de la infección aguda debe hacerse mediante la detección de anticuerpos IgM en suero y/o líquido cefalorraquídeo utilizando un ELISA de inmunocaptura y/o demostrando un incremento en el título de anticuerpos en sueros pareados tomados uno en la fase aguda y el otro, en fase convaleciente.

Tratamiento y prevención

Hasta la fecha no existe un tratamiento específico frente a la enfermedad por el WNV. Una de las aproximaciones terapéuticas más esperanzadoras es la inmunoterapia152. Otras terapias prometedoras se basan en el empleo de oligómeros antisentido, inhibidores del péptido de fusión o de la glicosilación, y compuestos sintéticos derivados de búsquedas automatizadas en librerías químicas153. No existen vacunas autorizadas para su uso en humanos, pero hay cuatro vacunas para caballos y una para gansos domésticos registradas en EE. UU.92. De ellas, dos están basadas en virus inactivados, una es un virus vivo recombinante, otra un virus quimérico, y en la última el inmunógeno consiste en ADN desnudo. En Europa hay una única vacuna para el WNV registrada en la Agencia Europea del Medicamento (para uso en caballos).

Entre las medidas de prevención de la enfermedad se cuentan también todas aquellas actuaciones ambientales que reduzcan las poblaciones locales de mosquitos, como el uso de insecticidas, el control de las aguas estancadas y la eliminación de lugares potenciales para la puesta de larvas.

Investigación sobre WNV y programas de vigilancia en España

La re-emergencia de la fiebre/encefalitis por WNV en Europa a partir de 1996, y sobre todo, su emergencia en EE. UU. en 1999 sirvió de revulsivo para estimular a la comunidad científica a estudiar esta enfermedad, que anteriormente era considerada de poca importancia. En España existen escasos estudios anteriores a esas fechas, efectuados en colaboración con investigadores portugueses, los cuales habían adquirido una valiosa experiencia en estudios de campo desde los años sesenta a raíz de los brotes ocurridos en su país. Fue a comienzos de 2003 cuando la Red de Investigación en Enfermedades Víricas Transmitidas por Artrópodos y Roedores (EVITAR), una iniciativa financiada por el Fondo de Investigación Sanitaria (FIS), reuniendo experiencia multidisciplinar en este campo, sirvió para establecer colaboraciones que resultaron muy fructíferas durante su ejecución (2003-2005) y que han tenido continuidad hasta hoy. Grupos vinculados a esta red, pertenecientes al Centro Nacional de Microbiología-ISCIII (que la coordinó), la Estación Biológica de Doñana (CSIC), el Centro de Investigación en Sanidad Animal del INIA, y el Laboratorio Central de Veterinaria (MARM), etc., siguen investigando en colaboración en este tema, fundamentalmente en el seno de un proyecto del 7.° Programa marco de la UE (EuroWestNile). Otros grupos de investigación sobre el WNV activos en los últimos años en España se encuentran en el Instituto de Investigación en Recursos Cinegéticos (IREC-CSIC-UCLM) de Ciudad Real, en el Centro de Recerca en Sanitat Animal (CReSA) en Barcelona, y en el Departamento de Biotecnología del INIA en Madrid. Desde 2007 se lleva a cabo en España la vigilancia epidemiológica de la enfermedad mediante un plan coordinado por el Ministerio de Medio Ambiente, Medio Rural y Marino, en colaboración con el Ministerio de Sanidad y las comunidades autónomas. El objetivo general del plan es la detección rápida y eficaz de cualquier brote de enfermedad por WNV que permita dar una respuesta adecuada por parte de las autoridades sanitarias.

Conflicto de intereses

Los autores declaran no tener ningún conflicto de intereses.

Nota añadida durante la edición

En septiembre de 2011, durante el proceso de publicación de este artículo, se han producido en España más casos de enfermedad por virus West Nile en caballos en España en las mismas zonas afectadas en 2010. Lo mismo ha ocurrido en otros países europeos, como Italia, Grecia y Rusia.

Agradecimientos

Los autores desean agradecer a las siguientes instituciones el apoyo recibido: INIA (proyecto FAU 2008-00002-00-00) y 7.° Programa marco de la UE (proyecto EuroWestNile n.° 261391). Elena Sotelo Girón percibió una beca predoctoral del INIA durante la ejecución de este trabajo.

Bibliografía
[1]
A.C. Brault.
Changing patterns of West Nile virus transmission: altered vector competence and host susceptibility.
[2]
J.S. Mackenzie, D.J. Gubler, L.R. Petersen.
Emerging flaviviruses: the spread and resurgence of Japanese encephalitis, West Nile and dengue viruses.
Nat Med, 10 (2004), pp. S98-S109
[3]
D.W. Beasley.
Recent advances in the molecular biology of West Nile virus.
Curr Mol Med, 5 (2005), pp. 835
[4]
J.J. Chu, M.L. Ng.
Infectious entry of West Nile virus occurs through a clathrin-mediated endocytic pathway.
[5]
G.R. Medigeshi, A.J. Hirsch, D.N. Streblow, J. Nikolich-Zugich, J.A. Nelson.
West Nile virus entry requires cholesterol-rich membrane microdomains and is independent of alphavbeta3 integrin.
J Virol, 82 (2008), pp. 5212-5219
[6]
F.X. Heinz, S.L. Allison.
Structures and mechanisms in flavivirus fusion.
Adv Virus Res, 55 (2000), pp. 231-269
[7]
P.W. Mason.
Maturation of Japanese encephalitis virus glycoproteins produced by infected mammalian and mosquito cells.
Virology, 169 (1989), pp. 354-364
[8]
T. Nowak, P.M. Farber, G. Wengler.
Analyses of the terminal sequences of West Nile virus structural proteins and of the in vitro translation of these proteins allow the proposal of a complete scheme of the proteolytic cleavages involved in their synthesis.
Virology, 169 (1989), pp. 365-376
[9]
K.C. Smithburn, T.P. Hughes, A.W. Burke, J.H. Paul.
A neurotropic virus isolated from the blood of a native of Uganda.
Am J Trop Med Hyg, 20 (1940), pp. 471-492
[10]
J.L. Melnick, J.R. Paul, J.T. Riordan, V.H. Barnett, N. Goldblum, E. Zabin.
Isolation from human sera in Egypt of a virus apparently identical to West Nile virus.
Proc Soc Exp Biol Med, 77 (1951), pp. 661-665
[11]
R.M. Taylor, T.H. Work, H.S. Hurlbut, F. Rizk.
A study of the ecology of West Nile virus in Egypt.
Am J Trop Med Hyg, 5 (1956), pp. 579-620
[12]
N. Goldblum, W. Jasinska-Klingberg, M.A. Klingberg, K. Marberg, V.V. Sterk.
The natural history of West Nile Fever. I. Clinical observations during an epidemic in Israel.
Am J Hyg, 64 (1956), pp. 259-269
[13]
L. Joubert, J. Oudar, C. Hannoun, D. Beytout, B. Corniou, J.C. Guillon, et al.
Epidémiologie du virus West Nile: étude d‘un foyer en Camargue. IV. La méningo-encèphalomyélite du cheval.
Ann Inst Pasteur (Paris), 118 (1970), pp. 239-247
[14]
B. Murgue, S. Murri, H. Triki, V. Deubel, H.G. Zeller.
West Nile in the Mediterranean basin: 1950-2000.
Ann N Y Acad Sci, 951 (2001), pp. 117-126
[15]
A.R. Filipe, H.R. De Andrade.
Arboviruses in the Iberian Peninsula.
Acta Virol, 34 (1990), pp. 582
[16]
T.F. Tsai, F. Popovici, C. Cernescu, G.L. Campbell, N.I. Nedelcu.
West Nile encephalitis epidemic in southeastern Romania.
Lancet, 352 (1998), pp. 767-771
[17]
A.E. Platonov, G.A. Shipulin, O.Y. Shipulina, E.N. Tyutyunnik, T.I. Frolochkina, R.S. Lanciotti, et al.
Outbreak of West Nile virus infection, Volgograd Region, Russia, 1999.
Emerg Infect Dis, 7 (2001), pp. 128-132
[18]
M.S. Green, M. Weinberger, J. Ben-Ezer, H. Bin, E. Mendelson, D. Gandacu, et al.
Long-term Death Rates, West Nile virus epidemic, Israel, 2000.
Emerg Infect Dis, 11 (2005), pp. 1754-1757
[19]
H. Bin, Z. Grossman, S. Pokamunski, M. Malkinson, L. Weiss, P. Duvdevani, et al.
West Nile fever in Israel 1999-2000: from geese to humans.
Ann N Y Acad Sci, 951 (2001), pp. 127-142
[20]
C. Banet-Noach, M. Malkinson, A. Brill, I. Samina, H. Yadin, Y. Weisman, et al.
Phylogenetic relationships of West Nile viruses isolated from birds and horses in Israel from 1997 to 2001.
Virus Genes, 26 (2003), pp. 135-141
[21]
M. Weinberger, S.D. Pitlik, D. Gandacu, R. Lang, F. Nassar, D. Ben David, et al.
West Nile fever outbreak, Israel, 2000: epidemiologic aspects.
Emerg Infect Dis, 7 (2001), pp. 686-691
[22]
Kopel E, Amitai Z, Bin H, Shulman LM, Mendelson E, Sheffer R. Surveillance of West Nile virus disease, Tel Aviv district, Israel, 2005 to 2010. Euro Surveill. 16.
[23]
G.L. Autorino, A. Battisti, V. Deubel, G. Ferrari, R. Forletta, A. Giovannini, et al.
West Nile virus epidemic in horses, Tuscany region, Italy.
Emerg Infect Dis, 8 (2002), pp. 1372-1378
[24]
B. Murgue, S. Murri, S. Zientara, B. Durand, J.P. Durand, H. Zeller.
West Nile outbreak in horses in southern France, 2000: The return after 35 years.
Emerg Infect Dis, 7 (2001), pp. 692-696
[25]
J.P. Durand, F. Simon, H. Tolou.
Virus West Nile: à nouveau en France chez l‘homme et les chevaux.
Rev Prat, 54 (2004), pp. 703-710
[26]
R.S. Lanciotti, J.T. Roehrig, V. Deubel, J. Smith, M. Parker, K. Steele, et al.
Origin of the West Nile virus responsible for an outbreak of encephalitis in the Northeastern United States.
Science, 286 (1999), pp. 2333-2337
[27]
G.D. Ebel, A.P. DuPuis, K. Ngo, D. Nicholas, E. Kauffman, S.A. Jones, et al.
Partial genetic characterization of West Nile virus strains, New York state, 2000.
Emerg Infect Dis, 7 (2001), pp. 650-653
[28]
B.J. Blitvich.
Transmission dynamics and changing epidemiology of West Nile virus.
Anim Health Res Rev, 9 (2008), pp. 71-86
[29]
A.E. Garmendia, H.J. Van Kruiningen, R.A. French, J.F. Anderson, T.G. Andreadis, A. Kumar, et al.
Recovery and identification of West Nile virus from a hawk in winter.
J Clin Microbiol, 38 (2000), pp. 3110-3111
[30]
K.O. Murray, E. Mertens, P. Despres.
West Nile virus and its emergence in the United States of America.
Vet Res, 41 (2010), pp. 67
[31]
P. Reiter.
West Nile virus in Europe: understanding the present to gauge the future.
Euro Surveill, 15 (2010), pp. 19508
[32]
D.R. O‘Leary, R.S. Nasci, G.L. Campbell, A.A. Marfin.
From the Centers for Disease Control and Prevention. West Nile Virus activity--United States, 2001.
JAMA, 288 (2002), pp. 158-159
[33]
A.P. DuPuis, P.P. Marra, L.D. Kramer.
Serologic evidence of West Nile virus transmission, Jamaica, West Indies.
Emerg Infect Dis, 9 (2003), pp. 860-863
[34]
O. Komar, M.B. Robbins, K. Klenk, B.J. Blitvich, N.L. Marlenee, K. Burkhalter, et al.
West Nile virus transmission in resident birds, Dominican Republic.
Emerg Infect Dis, 9 (2003), pp. 1299-1302
[35]
M. Pupo, M.G. Guzman, R. Fernandez, A. Llop, F.O. Dickinson, D. Perez, et al.
West Nile Virus infection in humans and horses, Cuba.
Emerg Infect Dis, 12 (2006), pp. 1022-1024
[36]
A.P. Dupuis 2nd, P.P. Marra, R. Reitsma, M.J. Jones, K.L. Louie, L.D. Kramer.
Serologic evidence for West Nile virus transmission in Puerto Rico and Cuba.
Am J Trop Med Hyg, 73 (2005), pp. 474-476
[37]
R. Quirin, M. Salas, S. Zientara, H. Zeller, J. Labie, S. Murri, et al.
West Nile virus, Guadeloupe.
Emerg Infect Dis, 10 (2004), pp. 706-708
[38]
M.A. Lorono-Pino, B.J. Blitvich, J.A. Farfan-Ale, F.I. Puerto, J.M. Blanco, N.L. Marlenee, et al.
Serologic evidence of West Nile virus infection in horses, Yucatan State, Mexico.
Emerg Infect Dis, 9 (2003), pp. 857-859
[39]
D.W. Beasley, C.T. Davis, J. Estrada-Franco, R. Navarro-Lopez, A. Campomanes-Cortes, R.B. Tesh, et al.
Genome sequence and attenuating mutations in West Nile virus isolate from Mexico.
Emerg Infect Dis, 10 (2004), pp. 2221-2224
[40]
M.A. Morales, M. Barrandeguy, C. Fabbri, J.B. Garcia, A. Vissani, K. Trono, et al.
West Nile virus isolation from equines in Argentina, 2006.
Emerg Infect Dis, 12 (2006), pp. 1559-1561
[41]
I. Bosch, F. Herrera, J.C. Navarro, M. Lentino, A. Dupuis, J. Maffei, et al.
West Nile virus, Venezuela.
Emerg Infect Dis, 13 (2007), pp. 651-653
[42]
L. Berrocal, J. Peña, M. González, S. Mattar.
Virus del oeste del Nilo: ecología y epidemiología de un patógeno emergente en Colombia.
Rev Salud Publica (Bogota), 8 (2006), pp. 218-228
[43]
E. Jourdain, I. Schuffenecker, J. Korimbocus, S. Reynard, S. Murri, Y. Kayser, et al.
West Nile virus in wild resident birds, Southern France, 2004.
Vector Borne Zoonotic Dis, 7 (2007), pp. 448-452
[44]
OIE. West Nile Fever, France [consultado 8/11/2010]. Immediate notification, 29/9/2006. World Organisation for Animal Health; 2006. Disponible en: http://web.oie.int/wahis/public.php?page=home.
[45]
T. Bakonyi, E. Ivanics, K. Erdelyi, K. Ursu, E. Ferenczi, H. Weissenbock, et al.
Lineage 1 and 2 strains of encephalitic West Nile virus, central Europe.
Emerg Infect Dis, 12 (2006), pp. 618-623
[46]
H. Weissenbock, Z. Hubalek, T. Bakonyi, N. Nowotny.
Zoonotic mosquito-borne flaviviruses: worldwide presence of agents with proven pathogenicity and potential candidates of future emerging diseases.
Vet Microbiol, 140 (2010), pp. 271-280
[47]
European Center for Diseases Control, ECDC. West Nile Fever fact sheet. ECDC 2010 [consultado 3/9/2010]. Disponible en: http://www.ecdc.europa.eu/en/healthtopics/west_nile_fever/basic_facts/Pages/factsheet_health_professionals.aspx.
[48]
ProMED-mail. West Nile fever, human – Israel [consultado 11/11/2010]. ProMED-mail 2004; 21 de septiembre. N.° acceso: 20040921.2608. Disponible en: http://www.promedmail.org.
[49]
ProMED-mail. WEST NILE VIRUS – ISRAEL [consultado 11/11/2010]. ProMED-mail 2010; 2 de agosto. N.° acceso: 20100802.2598. Disponible en: http://www.promedmail.org.
[50]
G. Rossini, F. Cavrini, A. Pierro, P. Macini, A. Finarelli, C. Po.
Peret al. First human case of West Nile virus neuroinvasive infection in Italy, September 2008 - case report.
Euro Surveill, 13 (2008),
[51]
G. Savini, F. Monaco, P. Calistri, R. Lelli.
Phylogenetic analysis of West Nile virus isolated in Italy in 2008.
Euro Surveill, 13 (2008),
[52]
L. Barzon, E. Franchin, L. Squarzon, E. Lavezzo, S. Toppo, T. Martello, et al.
Genome sequence analysis of the first human West Nile virus isolated in Italy in 2009.
Euro Surveill, 14 (2009),
[53]
L. Barzon, L. Squarzon, M. Cattai, E. Franchin, S. Pagni, R. Cusinato, et al.
West Nile virus infection in Veneto region, Italy, 2008-2009.
Euro Surveill, 14 (2009),
[54]
C. Rizzo, F. Vescio, S. Declich, A.C. Finarelli, P. Macini, A. Mattivi, et al.
West Nile virus transmission with human cases in Italy, August - September 2009.
Euro Surveill, 14 (2009),
[55]
OIE. West Nile Virus in Morocco [consultado 11/11/2010]. Immediate Notification, 17/08/2010: World Organisation for Animal Health; 2010. Disponible en: http://web.oie.int/wahis/public.php?page=home.
[56]
I. Schuffenecker, C.N. Peyrefitte, M. el Harrak, S. Murri, A. Leblond, H.G. Zeller.
West Nile virus in Morocco, 2003.
Emerg Infect Dis, 11 (2005), pp. 306-309
[57]
R. Parreira, P. Severino, F. Freitas, J. Piedade, A.P. Almeida, A. Esteves.
Two distinct introductions of the West Nile virus in Portugal disclosed by phylogenetic analysis of genomic sequences.
Vector Borne Zoonotic Dis, 7 (2007), pp. 344-352
[58]
A. Sirbu, C.S. Ceianu, R.I. Panculescu-Gatej, A. Vázquez, A. Tenorio, R. Rebreanu, et al.
Outbreak of West Nile virus infection in humans, Romania, July to October 2010.
Euro Surveill, 16 (2011),
[59]
A.E. Platonov, M.V. Fedorova, L.S. Karan, T.A. Shopenskaya, O.V. Platonova, V.I. Zhuravlev.
Epidemiology of West Nile infection in Volgograd, Russia, in relation to climate change and mosquito (Diptera: Culicidae) bionomics.
Parasitol Res, 103 (2008), pp. 45-53
[60]
D.N. Lvov, Shchelkanov MIu, A.F. Dzharkenov, I.V. Galkina, L.V. Kolobukhina, V.A. Aristova, et al.
Population interactions of West Nile virus (Flaviviridae, Flavivirus) with arthropode vectors, vertebrates, humans in the middle and low belts of Volga delta in 2001-2006.
Vopr Virusol, 54 (2009), pp. 36-43
[61]
W. Hachfi, I. Bougmiza, F. Bellazreg, O. Bahri, N. Kaabia, F. Bahri, et al.
Une deuxième épidémie de méningo-encéphalite à virus West Nile en Tunisie.
Med Mal Infect, 40 (2010), pp. 456-461
[62]
DEFRA. West Nile Virus: Austria. UK Department of Environmental, Food and Rural Affairs (/DEFRA); 2008, [actualizada 16 Oct 2008; consultada 19 Abr 2010]. Disponible en: http://www.defra.gov.uk/foodfarm/farmanimal/diseases/monitoring/documents/wnv-austria.pdf.
[63]
OIE. West Nile Fever, Bulgaria [consultado 11/11/2010]. Immediate notification, 6/10/2010: World Organisation for Animal Health; 2010. Disponible en: http://web.oie.int/wahis/public.php?page=home.
[64]
M.A. Jimenez-Clavero, E. Sotelo, J. Fernandez-Pinero, F. Llorente, J.M. Blanco, J. Rodriguez-Ramos, et al.
West Nile virus in golden eagles, Spain, 2007.
Emerg Infect Dis, 14 (2008), pp. 1489-1491
[65]
OIE. West Nile Fever, Spain [consultado 8/11/2010]. Immediate notification, 10/09/2010: World Organisation for Animal Health; 2010. Disponible en: http://web.oie.int/wahis/public.php?page=home.
[66]
A. Papa, K. Xanthopoulou, S. Gewehr, S. Mourelatos.
Detection of West Nile virus lineage 2 in mosquitoes during a human outbreak in Greece.
Clin Microbiol Infect, 17 (2011), pp. 1176-1180
[67]
E. Sotelo, J. Fernández-Pinero, F. Llorente, A. Vázquez, A. Moreno, M. Agüero, et al.
Phylogenetic relationships of Western Mediterranean West Nile virus strains (1996-2010) using full-length genome sequences: single or multiple introductions?.
J Gen Virol, 92 (2011), pp. 2512-2522
[68]
A. Lozano, A.R. Filipe.
Anticuerpos frente a virus West Nile y otros virus transmitidos por artrópodos en la población del Delta del Ebro.
Rev Esp Salud Publica, 72 (1998), pp. 245-250
[69]
M.T. Gonzalez, A.R. Filipe.
Antibodies to arboviruses in Northwestern Spain.
Am J Trop Med Hyg, 26 (1977), pp. 792-797
[70]
C. Chastel, H. Launay, G. Rogues, J.C. Beaucournu.
Arbovirus infections in Spain: serological survey on small mammals.
Bull Soc Pathol Exot Filiales, 73 (1980), pp. 384-390
[71]
M. Bernabeu-Wittel, M. Ruiz-Perez, M.D. del Toro, J. Aznar, A. Muniain, F. De Ory, et al.
West Nile virus past infections in the general population of Southern Spain.
Enferm Infecc Microbiol Clin, 25 (2007), pp. 561-565
[72]
J. Figuerola, M.A. Jimenez-Clavero, G. Lopez, C. Rubio, R. Soriguer, C. Gomez-Tejedor, et al.
Size matters: West Nile Virus neutralizing antibodies in resident and migratory birds in Spain.
Vet Microbiol, 132 (2008), pp. 39-46
[73]
G. Lopez, M.A. Jimenez-Clavero, C.G. Tejedor, R. Soriguer, J. Figuerola.
Prevalence of West Nile virus neutralizing antibodies in Spain is related to the behavior of migratory birds.
Vector Borne Zoonotic Dis, 8 (2008), pp. 615-621
[74]
J. Figuerola, R. Soriguer, G. Rojo, C. Gomez Tejedor, M.A. Jimenez-Clavero.
Seroconversion in wild birds and local circulation of West Nile virus, Spain.
Emerg Infect Dis, 13 (2007), pp. 1915-1917
[75]
U. Hofle, J.M. Blanco, E. Crespo, V. Naranjo, M.A. Jimenez-Clavero, A. Sanchez, et al.
West Nile virus in the endangered Spanish imperial eagle.
Vet Microbiol, 129 (2008), pp. 171-178
[76]
M.A. Jimenez-Clavero, C.G. Tejedor, G. Rojo, R. Soriguer, J. Figuerola.
Serosurvey of West Nile virus in equids and bovids in Spain.
Vet Rec, 161 (2007), pp. 212
[77]
M.A. Jimenez-Clavero, F. Llorente, E. Sotelo, R. Soriguer, C. Gomez-Tejedor, J. Figuerola.
West Nile virus serosurveillance in horses in Doñana, Spain, 2005 to 2008.
Vet Rec, 167 (2010), pp. 379-380
[78]
D. Bofill, C. Domingo, N. Cardenosa, J. Zaragoza, F. De Ory, S. Minguell, et al.
Human West Nile virus infection, Catalonia, Spain.
Emerg Infect Dis, 12 (2006), pp. 1163-1164
[79]
D. Kaptoul, P.F. Viladrich, C. Domingo, J. Niubo, S. Martinez-Yelamos, F. De Ory, et al.
West Nile virus in Spain: report of the first diagnosed case (in Spain) in a human with aseptic meningitis.
Scand J Infect Dis, 39 (2007), pp. 70-71
[80]
J. Connell, P. McKeown, P. Garvey, S. Cotter, A. Conway, D. O’Flanegan, et al.
Two linked cases of West Nile Virus (WNV) acquired by Irish tourists in the Algarve, Portugal.
Euro Surveill, 8 (2004),
[81]
A. Esteves, A.P. Almeida, R.P. Galao, R. Parreira, J. Piedade, J.C. Rodrigues, et al.
West Nile virus in Southern Portugal, 2004.
Vector Borne Zoonotic Dis, 5 (2005), pp. 410-413
[82]
ProMED-mail. VNO, nuevo caso humano - España (Andalucía) [consultado 11/11/2010]. ProMED-mail 2010; 6 de octubre; N.° de acceso: 20101006.3626. Disponible en: http://www.promedmail.org.
[83]
V.P. Bondre, R.S. Jadi, A.C. Mishra, P.N. Yergolkar, V.A. Arankalle.
West Nile virus isolates from India: evidence for a distinct genetic lineage.
J Gen Virol, 88 (2007), pp. 875-884
[84]
F.X. Berthet, H.G. Zeller, M.T. Drouet, J. Rauzier, J.P. Digoutte, V. Deubel.
Extensive nucleotide changes and deletions within the envelope glycoprotein gene of Euro-African West Nile viruses.
J Gen Virol, 78 (1997), pp. 2293-2297
[85]
R.S. Lanciotti, G.D. Ebel, V. Deubel, A.J. Kerst, S. Murri, R. Meyer, et al.
Complete genome sequences and phylogenetic analysis of West Wile virus strains isolated from the United States, Europe, and the middle East.
Virology, 298 (2002), pp. 96-105
[86]
A. Papa, T. Bakonyi, K. Xanthopoulou, A. Vázquez, A. Tenorio, N. Nowotny.
Genetic characterization of West Nile virus lineage 2, Greece, 2010.
Emerg Infect Dis, 17 (2011), pp. 920-922
[87]
T. Bakonyi, Z. Hubalek, I. Rudolf, N. Nowotny.
Novel flavivirus or new lineage of West Nile virus, central Europe.
Emerg Infect Dis, 11 (2005), pp. 225-231
[88]
D.K. Lvov, A.M. Butenko, V.L. Gromashevsky, A.I. Kovtunov, A.G. Prilipov, R. Kinney, et al.
West Nile virus and other zoonotic viruses in Russia: examples of emerging-reemerging situations.
Arch Virol Suppl, 8 (2004), pp. 5-96
[89]
A. Vazquez, M.P. Sanchez-Seco, S. Ruiz, F. Molero, L. Hernandez, J. Moreno, et al.
Putative new lineage of West Nile virus, Spain.
Emerg Infect Dis, 16 (2010), pp. 549-552
[90]
E. Sotelo, J. Fernandez-Pinero, F. Llorente, M. Aguero, U. Hoefle, J.M. Blanco, et al.
Characterization of West Nile virus isolates from Spain: New insights into the distinct West Nile virus eco-epidemiology in the Western Mediterranean.
Virology, 395 (2009), pp. 289-297
[91]
R.G. McLean, S.R. Ubico, D.E. Docherty, W.R. Hansen, L. Sileo, T.S. McNamara.
West Nile virus transmission and ecology in birds.
Ann N Y Acad Sci, 951 (2001), pp. 54-57
[92]
L.D. Kramer, L.M. Styer, G.D. Ebel.
A global perspective on the epidemiology of West Nile virus.
Annu Rev Entomol, 53 (2008), pp. 61-81
[93]
Z. Hubalek, J. Halouzka.
West Nile fever - a reemerging mosquito-borne viral disease in Europe.
Emerg Infect Dis, 5 (1999), pp. 643-650
[94]
B.R. Miller, R.S. Nasci, M.S. Godsey, H.M. Savage, J.J. Lutwama, R.S. Lanciotti, et al.
First field evidence for natural vertical transmission of West Nile virus in Culex univittatus complex mosquitoes from Rift Valley province, Kenya.
Am J Trop Med Hyg, 62 (2000), pp. 240-246
[95]
D.J. Dohm, M.R. Sardelis, M.J. Turell.
Experimental vertical transmission of West Nile virus by Culex pipiens (Diptera: Culicidae).
J Med Entomol, 39 (2002), pp. 640-644
[96]
R.S. Nasci, H.M. Savage, D.J. White, J.R. Miller, C.B. Cropp, M.S. Godsey, et al.
West Nile virus in overwintering Culex mosquitoes, New York City, 2000.
Emerg Infect Dis, 7 (2001), pp. 742-744
[97]
C.G. Hayes, T.P. Monath.
West Nile Fever.
The arboviruses: epidemiology and ecology, CRC Press, (1989),
[98]
M.M. Abbassy, M. Osman, A.S. Marzouk.
West Nile virus (Flaviviridae:Flavivirus) in experimentally infected Argas ticks (Acari:Argasidae).
Am J Trop Med Hyg, 48 (1993), pp. 726-737
[99]
C. Banet-Noach, L. Simanov, M. Malkinson.
Direct (non-vector) transmission of West Nile virus in geese.
Avian Pathol, 32 (2003), pp. 489-494
[100]
M. Malkinson, C. Banet.
The role of birds in the ecology of West Nile virus in Europe and Africa.
Curr Top Microbiol Immunol, 267 (2002), pp. 309-322
[101]
N. Komar, S. Langevin, S. Hinten, N. Nemeth, E. Edwards, D. Hettler, et al.
Experimental infection of North American birds with the New York 1999 strain of West Nile virus.
Emerg Infect Dis, 9 (2003), pp. 311-322
[102]
E. Sotelo, A.V. Gutierrez-Guzmán, J. Del Amo, F. Llorente, M. El-Harrak, E. Pérez-Ramírez, et al.
Pathogenicity of two recent Western Mediterranean West Nile virus isolates in a wild bird species indigenous to Southern Europe: the red-legged partridge.
Vet Res, 42 (2011),
[103]
F. Rodhain, J.J. Petter, R. Albignac, P. Coulanges, C. Hannoun.
Arboviruses and lemurs in Madagascar: experimental infection of Lemur fulvus with yellow fever and West Nile viruses.
Am J Trop Med Hyg, 34 (1985), pp. 816
[104]
K.A. Padgett, W.K. Reisen, N. Kahl-Purcell, Y. Fang, B. Cahoon-Young, R. Carney, et al.
West Nile virus infection in tree squirrels (Rodentia: Sciuridae) in California, 2004-2005.
Am J Trop Med Hyg, 76 (2007), pp. 810-813
[105]
K.B. Platt, B.J. Tucker, P.G. Halbur, B.J. Blitvich, F.G. Fabiosa, K. Mullin, et al.
Fox squirrels (Sciurus niger) develop West Nile virus viremias sufficient for infecting select mosquito species.
Vector Borne Zoonotic Dis, 8 (2008), pp. 225-233
[106]
J. Castillo-Olivares, J. Wood.
West Nile virus infection of horses.
Vet Res, 35 (2004), pp. 467-483
[107]
S.G. Alpert, J. Fergerson, L.P. Noel.
Intrauterine West Nile virus: ocular and systemic findings.
Am J Ophthalmol, 136 (2003), pp. 733-735
[108]
Centers for Disease Control and Prevention.
Possible West Nile virus transmission to an infant through breast-feeding--Michigan, 2002.
JAMA, 288 (2002), pp. 1976-1977
[109]
E.B. Hayes, D.R. O‘Leary.
West Nile virus infection: a pediatric perspective.
Pediatrics, 113 (2004), pp. 1375-1381
[110]
Investigation of blood transfusion recipients with West Nile virus infections.
MMWR Morb Mortal Wkly Rep, 51 (2002), pp. 823
[111]
D. Kumar, G.V.R. Prasad, J. Zaltzman, G.A. Levy, A. Humar.
Community-acquired West Nile virus infection in solid-organ transplant recipients.
Transplantation, 77 (2004), pp. 399
[112]
M. Iwamoto, D.B. Jernigan, A. Guasch, M.J. Trepka, C.G. Blackmore, W.C. Hellinger, et al.
Transmission of West Nile virus from an organ donor to four transplant recipients.
N Engl J Med, 348 (2003), pp. 2196-2203
[113]
Laboratory-acquired West Nile virus infections--United States, 2002. MMWR Morb Mortal Wkly Rep. 2002;51:1133–5.
[114]
K. Klenk, J. Snow, K. Morgan, R. Bowen, M. Stephens, F. Foster, et al.
Alligators as West Nile virus amplifiers.
Emerg Infect Dis, 10 (2004), pp. 2150-2155
[115]
M.A. Kostiukov, Z.E. Gordeeva, V.P. Bulychev, N.V. Nemova, O.A. Daniiarov.
[The lake frog (Rana ridibunda)--one of the food hosts of blood-sucking mosquitoes in Tadzhikistan--a reservoir of the West Nile fever virus].
Med Parazitol (Mosk), 3 (1985), pp. 49-50
[116]
M.A. Kostiukov, A.N. Alekseev, V.P. Bulychev, Z.E. Gordeeva.
[Experimental evidence for infection of Culex pipiens L. mosquitoes by West Nile fever virus from Rana ridibunda Pallas and its transmission by bites].
Med Parazitol (Mosk), 6 (1986), pp. 76-78
[117]
K.A. Bernard, J.G. Maffei, S.A. Jones, E.B. Kauffman, G.D. Ebel, A.P. DuPuis, et al.
Comparison of West Nile virus infection in birds and mosquitoes in New York State in 2000.
Emerg Infect Dis, 7 (2001), pp. 679-685
[118]
H. Bin, Z. Grossman, S. Pokamunski, M. Malkinson, L. Weiss, P. Duvdevani, et al.
West Nile fever in Israel 1999-2000 from geese to humans.
Ann N Y Acad Sci, 951 (2001), pp. 127-142
[119]
A.C. Brault, C.Y. Huang, S.A. Langevin, R.M. Kinney, R.A. Bowen, W.N. Ramey, et al.
A single positively selected West Nile viral mutation confers increased virogenesis in American crows.
Nat Genet, 39 (2007), pp. 1162-1166
[120]
R.M. Kinney, C.Y. Huang, M.C. Whiteman, R.A. Bowen, S.A. Langevin, B.R. Miller, et al.
Avian virulence and thermostable replication of the North American strain of West Nile virus.
J Gen Virol, 87 (2006), pp. 3611-3622
[121]
A.M. Kilpatrick, M.A. Meola, R.M. Moudy, L.D. Kramer.
Temperature, viral genetics, and the transmission of West Nile virus by Culex pipiens mosquitoes.
PLoS Pathogens, 4 (2008), pp. e1000092
[122]
W.K. Reisen, Y. Fang, V.M. Martinez.
Effects of temperature on the transmission of West Nile virus by Culex tarsalis (Diptera: Culicidae).
J Med Entomol, 43 (2006), pp. 309-317
[123]
P.T. Johnson, D.W. Thieltges.
Diversity, decoys and the dilution effect: how ecological communities affect disease risk.
J Exp Biol, 213 (2010), pp. 961-970
[124]
J.P. Swaddle, S.E. Calos.
Increased avian diversity is associated with lower incidence of human West Nile infection: observation of the dilution effect.
PLoS One, 3 (2008), pp. e2488
[125]
F. Keesing, R.D. Holt, R.S. Ostfeld.
Effects of species diversity on disease risk.
[126]
J.A. Farfan-Ale, M.A. Lorono-Pino, J.E. Garcia-Rejon, E. Hovav, A.M. Powers, M. Lin, et al.
Detection of RNA from a novel West Nile-like virus and high prevalence of an insect-specific flavivirus in mosquitoes in the Yucatan Peninsula of Mexico.
Am J Trop Med Hyg, 80 (2009), pp. 85-95
[127]
W.K. Reisen, Y. Fang, V.M. Martinez.
Avian host and mosquito (Diptera: Culicidae) vector competence determine the efficiency of West Nile and St. Louis encephalitis virus transmission.
J Med Entomol, 42 (2005), pp. 367-375
[128]
Y. Fang, W.K. Reisen.
Previous infection with West Nile or St. Louis encephalitis viruses provides cross protection during reinfection in house finches.
Am J Trop Med Hyg, 75 (2006), pp. 480-485
[129]
W.K. Reisen, H.D. Lothrop, S.S. Wheeler, M. Kennsington, A. Gutierrez, Y. Fang, et al.
Persistent West Nile virus transmission and the apparent displacement St. Louis encephalitis virus in Southeastern California, 2003-2006.
J Med Entomol, 45 (2008), pp. 494-508
[130]
M. Calzolari, P. Bonilauri, R. Bellini, A. Albieri, F. Defilippo, G. Maioli, et al.
Evidence of simultaneous circulation of West Nile and Usutu viruses in mosquitoes sampled in Emilia-Romagna region (Italy) in 2009.
[131]
G. Savini, F. Monaco, C. Terregino, A. Di Gennaro, L. Bano, C. Pinoni, et al.
Usutu virus in Italy: An emergence or a silent infection?.
Vet Microbiol, 151 (2011), pp. 264-274
[132]
Kent RJ, Crabtree MB, Miller BR. Transmission of West Nile virus by Culex quinquefasciatus say infected with Culex Flavivirus Izabal. PLoS Negl Trop Dis.4(5):e671.
[133]
M.S. Diamond, B. Shrestha, E. Mehlhop, E. Sitati, M. Engle.
Innate and adaptive immune responses determine protection against disseminated infection by West Nile encephalitis virus.
Viral Immunol, 16 (2003), pp. 259-278
[134]
J. Guarner, W.J. Shieh, S. Hunter, C.D. Paddock, T. Morken, G.L. Campbell, et al.
Clinicopathologic study and laboratory diagnosis of 23 cases with West Nile virus encephalomyelitis.
Hum Pathol, 35 (2004), pp. 983-990
[135]
B.K. Kleinschmidt-DeMasters, B.A. Marder, M.E. Levi, S.P. Laird, J.T. McNutt, E.J. Escott, et al.
Naturally acquired West Nile virus encephalomyelitis in transplant recipients: clinical, laboratory, diagnostic, and neuropathological features.
Arch Neurol, 61 (2004), pp. 1210-1220
[136]
E.M. Sitati, M.S. Diamond.
CD4+ T-cell responses are required for clearance of West Nile virus from the central nervous system.
J Virol, 80 (2006), pp. 12060-12069
[137]
S. Nelson, C.A. Jost, Q. Xu, J. Ess, J.E. Martin, T. Oliphant, et al.
Maturation of West Nile virus modulates sensitivity to antibody-mediated neutralization.
PLoS Pathog, 4 (2008 May), pp. e1000060
[138]
W.G. Glass, J.K. Lim, R. Cholera, A.G. Pletnev, J.L. Gao, P.M. Murphy.
Chemokine receptor CCR5 promotes leukocyte trafficking to the brain and survival in West Nile virus infection.
J Exp Med, 202 (2005), pp. 1087-1098
[139]
M.S. Diamond.
Virus and host determinants of West Nile virus pathogenesis.
PLoS Pathog, 5 (2009), pp. e1000452
[140]
J.K. Lim, A. Lisco, D.H. McDermott, L. Huynh, J.M. Ward, B. Johnson, et al.
Genetic variation in OAS1 is a risk factor for initial infection with West Nile virus in man.
PLoS Pathog, 5 (2009), pp. e1000321
[141]
F. Mostashari, M.L. Bunning, P.T. Kitsutani, D.A. Singer, D. Nash, M.J. Cooper, et al.
Epidemic West Nile encephalitis, New York, 1999: results of a household- based seroepidemiological survey.
[142]
D.R. O‘Leary, A.A. Marfin, S.P. Montgomery, A.M. Kipp, J.A. Lehman, B.J. Biggerstaff, et al.
The epidemic of West Nile virus in the United States, 2002.
Vector-Borne Zoonotic Dis, 4 (2004), pp. 61-70
[143]
J.J. Sejvar, M.B. Haddad, B.C. Tierney, G.L. Campbell, A.A. Marfin, J.A. Van Gerpen, et al.
Neurologic manifestations and outcome of West Nile virus infection.
JAMA, 290 (2003), pp. 511-515
[144]
E.N. Ostlund, J.E. Andresen, M. Andresen.
West Nile encephalitis.
Vet Clin N Am-Equine Pract, 16 (2000), pp. 427-441
[145]
K.E. Steele, M.J. Linn, R.J. Schoepp, N. Komar, T.W. Geisbert, R.M. Manduca, et al.
Pathology of fatal West Nile virus infections in native and exotic birds during the 1999 outbreak in New York City, New York.
Vet Pathol, 37 (2000), pp. 208-224
[146]
D.W. Beasley, L. Li, M.T. Suderman, A.D. Barrett.
West Nile virus strains differ in mouse neurovirulence and binding to mouse or human brain membrane receptor preparations.
Ann N Y Acad Sci, 951 (2001), pp. 332-335
[147]
M.A. Jimenez-Clavero, M. Agüero, G. Rojo, C. Gomez-Tejedor.
A new fluorogenic real-time RT-PCR assay for detection of lineage 1 and lineage 2 West Nile viruses.
J Vet Diagn Invest, 18 (2006), pp. 459-462
[148]
S. Linke, H. Ellerbrok, M. Niedrig, A. Nitsche, G. Pauli.
Detection of West Nile virus lineages 1 and 2 by real-time PCR.
J Virol Methods, 146 (2007), pp. 355-358
[149]
Y. Tang, C. Anne Hapip, B. Liu, C.T. Fang.
Highly sensitive TaqMan RT-PCR assay for detection and quantification of both lineages of West Nile virus RNA.
J Clin Virol, 36 (2006), pp. 177-182
[150]
P.Y. Shi, S.J. Wong.
Serologic diagnosis of West Nile virus infection.
Expert Rev Mol Diagn, 3 (2003), pp. 733-741
[151]
E. Sotelo, F. Llorente, B. Rebollo, A. Camuñas, A. Venteo, C. Gallardo, et al.
Development and evaluation of a new epitope-blocking ELISA for universal detection of antibodies to West Nile virus.
J Virol Methods, 174 (2011), pp. 35-41
[152]
T. Oliphant, M. Engle, G.E. Nybakken, C. Doane, S. Johnson, L. Huang, et al.
Development of a humanized monoclonal antibody with therapeutic potential against West Nile virus.
Nat Med, 11 (2005), pp. 522-530
[153]
M.S. Diamond.
Progress on the development of therapeutics against West Nile virus.
Antiviral Res, 83 (2009), pp. 214-227
Copyright © 2011. Elsevier España, S.L.. Todos los derechos reservados
Opciones de artículo
Herramientas
es en pt

¿Es usted profesional sanitario apto para prescribir o dispensar medicamentos?

Are you a health professional able to prescribe or dispense drugs?

Você é um profissional de saúde habilitado a prescrever ou dispensar medicamentos