Se presenta una revisión del diagnóstico de laboratorio de parasitosis importadas que no son endémicas de la Península Ibérica. Por su importancia en zonas tropicales se han incluido parasitosis potencialmente autóctonas como la leishmaniasis, la estrongiloidiasis y la amebiasis.

Este documento revisa los métodos diagnósticos actualmente recomendados solo se mencionan brevemente las técnicas propias de los laboratorios de referencia.

La colaboración estrecha entre los facultativos que atienden a viajeros e inmigrantes y los facultativos responsables del laboratorio facilita el alcanzar los objetivos diagnósticos optimizando los recursos. El primero debe facilitar los datos clínicos y epidemiológicos de utilidad diagnóstica y el segundo debe dar a conocer el valor diagnóstico y las limitaciones de las técnicas empleadas.

Las parasitosis intestinales frecuentemente cursan de manera asintomática o con síntomas abdominales inespecíficos. El estudio parasitológico en heces está especialmente indicado en los cuadros con diarrea prolongada o en eosinofilia.

El aumento del número de eosinófilos en sangre, a veces acompañado de lesiones cutáneas, de partes blandas o de órganos internos puede deberse a la presencia de helmintos intestinales o extraintestinales incluidas las formas quísticas de platelmintos. El diagnóstico sindrómico de larva migrans visceral es complejo y su confirmación serológica está dificultada por las frecuentes reacciones cruzadas entre helmintos.

Las enfermedades pulmonares de etiología parasitaria incluyen la paragonimiasis, el síndrome de Löeffler y la eosinofilia pulmonar tropical.

Las lesiones cutáneas agudas pueden deberse a esquistosomiasis, tripanosomiasis, miasis, tunguiasis. De evolución crónica suelen ser las causadas por filarias, Leishmania o cisticerco1.

Respecto a los protozoos hemáticos, la malaria se debe descartar en todo paciente febril procedente de zona endémica. La forma aguda de tripanosomiasis africana es una causa poco frecuente de síndrome febril en viajeros. La babesiosis debe considerarse en pacientes febriles procedentes de Norteamérica y en esplenectomizados. La leishmaniasis visceral (LV) se caracteriza por fiebre, hepatoesplenomegalia, y pancitopenia, y debe incluirse en el diagnóstico diferencial de la esplenomegalia tropical. La enfermedad de Chagas en nuestro medio es habitualmente asintomática y ocasionalmente cursa con cardiopatía o dilatación de colon o esófago y, en inmunodeprimidos, lesiones cerebrales parenquimatosas. En todas estas protozoosis hemáticas hay casos de parasitemia asintomática y en cualquiera de ellas es posible la transmisión por transfusión de hemoderivados. La transmisión vertical debe ser descartada sistemáticamente en madres parasitadas por Trypanosoma cruzi o Plasmodium spp.2.

Las directrices principales se incluyen en los procedimientos en microbiología clínica números 1, 7 y 30 y manuales más extensos3. En el presente documento haremos consideraciones específicas de las parasitosis importadas en España.

Muestras de heces: Se recogerán 3 muestras en días no consecutivos. En la estrongiloidiasis crónica la rentabilidad del examen de heces es baja4. Si el examen se va a demorar es necesario utilizar productos fijadores (por ejemplo SAF o formalina al 10%) que, por el contrario, no deben usarse para detección de antígenos de Entamoeba histolytica o para técnicas de PCR (en tales casos se mantendrán a 2–8°C o a −20°C, respectivamente). Para cultivo/migración de Strongyloides es esencial mantener la muestra a 22–35°C.

Los gusanos y otros parásitos macroscópicos se envían en un recipiente con agua o suero salino y se conservan refrigerados a 2–8°C.

Contenido duodenal: Es una muestra pocas veces recomendada que se obtiene por endoscopia, sondaje o cápsula entérica y se remite rápidamente al laboratorio en un recipiente con suero salino.

Sangre con sospecha de malaria: Debe extraerse inmediatamente, haya o no fiebre en ese momento. Para descartar la infección mediante microscopía se deben extraer muestras cada 6–12h durante 48h. La sangre puede ser obtenida por digitopunción o por venopunción en tubo con EDTA y en este caso las extensiones deben realizarse idealmente en menos de 30min.

Sangre con sospecha de tripanosomiasis: Para el método de Strout se necesitan 3ml de sangre sin anticoagulante. Para el microhematocrito se usan 0,5ml de sangre anticoagulada. Para examinar la movilidad de los tripomastigotes la muestra deberá enviarse urgentemente al laboratorio para su inmediato procesamiento.

Sangre con sospecha de filariasis: Se deben remitir 10ml de sangre anticoagulada. Para detectar Loa loa la extracción se hará a medio día y para filarias linfáticas a medianoche (durante el periodo habitual de sueño del paciente).

Suero (sangre sin anticoagulante): Además del método convencional, algunos ensayos serológicos y de PCR se pueden realizar con muestras de sangre secas en papel absorbente lo cual facilita el transporte desde zonas remotas.

Líquido cefalorraquídeo: Si se sospecha una enfermedad del sueño, Chagas cerebral o una meningoencefalitis amebiana se debe contactar urgentemente con el responsable del laboratorio.

Muestras de tejido: Para las sospechas de leishmaniasis cutáneas y de chancros de inoculación de tripanosomiasis son adecuadas las biopsias, los exudados o los aspirados tomados del borde de la lesión. Para el diagnóstico de LV, las muestras de elección son el aspirado o biopsia de médula ósea y la sangre anticoagulada. Las muestras de piel para buscar Onchocerca deben enviarse a temperatura ambiente añadiendo 2–4 gotas de suero fisiológico.

Orina: Para detectar Schistosoma haematobium en orina debe enviarse al laboratorio un volumen mínimo de 100ml de orina, o mejor, toda la orina de 24h. Si se envía un volumen bajo la rentabilidad aumenta si la muestra se recoge entre las 10–15h del día y si se realiza ejercicio antes de recogerla. Se envía al laboratorio en un recipiente limpio y se refrigera o se añade un 1% de formol.

Todo tipo de muestras para pruebas de PCR: En general pueden conservarse a 4°C durante 2–3 días y a −20°C para periodos más largos.

Las parasitosis intestinales tienen una gran morbilidad por su gran prevalencia en países tropicales y subtropicales. Actualmente debido a la inmigración, los viajes internacionales, los cambios en la alimentación (ej. ingesta de carne o pescado crudo) y a la importación de alimentos, estamos asistiendo a un aumento de la incidencia de las parasitosis intestinales importadas, siendo frecuentes las infecciones mixtas.

Es importante desde el punto de vista diagnóstico y epidemiológico conocer el país de origen del paciente, su ruta migratoria, los mecanismos de transmisión de los parásitos, el potencial de aparición de casos secundarios y los periodos prepatentes (periodo de tiempo desde la parasitación hasta la aparición de las formas diagnósticas en las heces).

El diagnóstico se basa en las características morfológicas de los parásitos observados, y debe realizarse un examen macroscópico, un examen microscópico en fresco de las heces sin conservantes y tras la concentración y, en ocasiones, tinciones específicas de ciertos parásitos. Se puede acceder a las tablas de diagnóstico morfológico del CDC en: http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/MorphologyTables.htm.

El resultado debe incluir el nombre taxonómico completo y las formas del organismo observadas: quistes, trofozoitos, ooquistes, huevos, larvas, etc. Los protozoos saprofitos deben informarse advirtiendo de esta ausencia de patogenicidad5.

Recientemente se ha publicado una revisión sobre «Diagnóstico microbiológico de las infecciones gastrointestinales» en la que se incluye el diagnóstico de los parásitos intestinales6, por lo que tan solo haremos unas consideraciones adicionales.

Para la detección de huevos y larvas de helmintos se debe observar la preparación con el objetivo de 10× dado su gran tamaño, usándose mayor aumento para examinar con más detalle los huevos de menor tamaño (Clonorchis, Opistorchis, Heterophyes y Metagonimus).

Ascaris y Trichuris frecuentemente coexisten en el mismo paciente ya que los requerimientos para el desarrollo de los huevos infectivos en el suelo son los mismos.

Los huevos de Fasciola y de Fasciolopsis son muy semejantes en forma y tamaño, por lo que la diferenciación debe basarse en los datos clínicos y epidemiológicos. Los huevos de Fasciola y de Dicrocoelium pueden ser observados en las heces de pacientes que en días previos a la recogida de la muestra hayan comido hígado de animales parasitados.

Las únicas larvas que se encuentran en heces son las de Strongyloides stercoralis, pero si las heces sin conservantes permanecen a una temperatura cálida durante más de 24h, los huevos de uncinarias y de Trichostrongylus pueden eclosionar y será necesario diferenciar morfológicamente sus larvas de las de Strongyloides.

La malaria es la infección parasitaria importada por viajeros e inmigrantes más relevante porque puede ser rápidamente mortal y requiere un diagnóstico certero y rápido para instaurar el tratamiento de forma precoz y prevenir las complicaciones.

El diagnóstico actual de la malaria se basa en el uso combinado y secuencial de las pruebas rápidas de detección de antígenos proteicos del parásito (resultado en<20min) y la visualización posterior del parásito teñido con solución de Giemsa en una gota gruesa (resultado en 2h) por un microscopista experto en muestras de sangre total capilar o venosa.

Se informará como mínimo si el paciente tiene o no malaria por P. falciparum y, cuando esté disponible el resultado de la microscopía, se añadirá al informe la identificación de especie y el grado de parasitemia. Debe informarse el porcentaje de hematíes parasitados (parasitemia baja: <1%, moderada: 1–5%, alta: >5%) y se recomienda añadir también el recuento absoluto (trofozoítos/μl).

Las PRD detectan antígenos específicos (proteínas) que producen los plasmodios y están presentes en la sangre de los individuos infectados, o de individuos previamente infectados que recibieron tratamiento en las 4 semanas previas. La sensibilidad de las PRD en el diagnóstico de las especies de Plasmodium no falciparum es baja y un test negativo no descarta una malaria por una especie distinta de P. falciparum. Por este motivo, y también para cuantificar la parasitemia, debe realizarse siempre la técnica de referencia que es la microscopía10,11.

Las PRD se dividen básicamente en 2 grupos según el antígeno principal detectado:

• A)

  La proteína rica en histidina II (HRP-2) producida por P. falciparum. Algunas tarjetas añaden una segunda banda para detectar aldolasa, una enzima producida por todos los plasmodios.

• B)

  La enzima lactato deshidrogenasa (LDH) producida por P. falciparum (PfLDH). Estas tarjetas suelen incorporar también la LDH producida por todas las especies de Plasmodium (PLDH).

Las PRD distinguen P. falciparum del resto de las especies, pero no pueden diferenciar entre Plasmodium vivax, Plasmodium ovale y Plasmodium malariae. En general, las PRD son rápidas (<20min), de fácil uso, con una cantidad mínima de pasos y reactivos, reproducibles y, en la infección por P. falciparum, deben detectar densidades de al menos 100parásitos/μl o tener una sensibilidad mínima del 95% en comparación con la microscopía realizada por un experto12. La OMS ha publicado una lista con las PRD de fabricantes y distribuidores que cumplen la norma ISO13485:2003 y una evaluación inicial comparativa de los productos comercializados (www.wpro.who.int/sites/rdt).

En general, puede afirmarse que los métodos que detectan HRP-2 son algo más sensibles que los basados en PfLDH para el diagnóstico de la infección por P. falciparum. En la detección de P. vivax, la determinación de aldolasa y PLDH muestran una sensibilidad similar. No existen datos suficientes para evaluar los resultados con P. ovale, P. malariae y P. knowlesi13.

Autodiagnóstico en viajeros, por la dificultad en realizar e interpretar el test.

Control de tratamiento (los antígenos pueden persistir varias semanas tras la desaparición de los síntomas clínicos).

Gota gruesa: El examen microscópico de la gota gruesa es la técnica de referencia para determinar la parasitemia y permite detectar densidades de hasta 5–20 parásitos/microlitro (0,0001%). No obstante, para obtener resultados fiables con la gota gruesa se necesitan microscopistas expertos y un estricto control de calidad.

Extensión fina: Esta técnica permite visualizar bien los hematíes parasitados y los plasmodios en sus diferentes fases de crecimiento y facilita la identificación de la especie. Sin embargo, es 30 veces menos sensible que la gota gruesa y debe emplearse siempre como complemento de esta en el diagnóstico de la malaria.

• •

  La PCR múltiplex es útil para detectar parasitemias muy bajas e infecciones mixtas.

El interés clínico de las técnicas serológicas de detección de anticuerpos (IFI y ELISA) se limita al diagnóstico retrospectivo de procesos febriles en viajeros no inmunes y al estudio de pacientes procedentes de zonas palúdicas que presenten esplenomegalia. Para realizar el diagnóstico de esplenomegalia malárica hiperreactiva se requieren niveles de IgM elevados, títulos específicos antipalúdicos elevados, residencia prolongada en una zona endémica y respuesta clínica e inmunológica a la medicación antipalúdica.

Las leishmaniasis están causadas por protozoos flagelados pertenecientes al género Leishmania que dan lugar a una gran variedad de formas clínicas.

El diagnóstico de certeza de una leishmaniasis se realiza por observación directa de los parásitos teñidos con Giemsa, hematoxilina-eosina o Leishman. En las leishmaniasis cutáneas (LC) la observación microscópica es la técnica más empleada con una sensibilidad que varía entre el 50–80%. En la LV, el aspirado de médula ósea presenta una sensibilidad del 64–94% tanto en pacientes inmunocompetentes como en coinfectados con VIH. En estos últimos, la observación de amastigotes en extensiones de sangre periférica puede llegar ser positiva en alrededor del 50% de los casos.

Parte del material de la biopsia, del aspirado o la capa leucocitaria de la sangre se pueden cultivar en medio de NNN (Novy-Nicolle-McNeal). Los cultivos se incuban a 27°C, se examinan semanalmente en busca de promastigotes y se descartan como negativos después de cuatro semanas. En las LC la sensibilidad varía entre el 50–60% y disminuye en los casos crónicos y en las mucocutáneas. En la LV la sensibilidad del cultivo de médula ósea en pacientes inmunocompetentes es del 53–70% y en coinfectados por VIH varía del 50–100%. En estos enfermos el cultivo de células mononucleares de sangre periférica tiene una sensibilidad del 64–67%.

Existen numerosos protocolos de PCR para la detección de ADN de Leishmania en una amplia variedad de muestras clínicas. Las dianas más utilizadas son el ARN de la subunidad pequeña ribosomal y el minicírculo del ADN del kinetoplasto (kDNA). En el diagnóstico de la LC y LMC, alcanza un 100% de sensibilidad. En la LV, oscila entre un 82–100% en el aspirado de médula ósea y en torno al 70–100% en sangre periférica. Además, mediante PCR es posible caracterizar de manera rápida el parásito presente en una muestra biológica, lo que puede ser muy útil para el manejo clínico de los pacientes14.

Se han desarrollado diversos protocolos de PCR cuantitativa en tiempo real (RTQ-PCR) para leishmaniasis que utilizan como dianas: la región conservada de los minicírculos de kDNA, el rRNA 18S y el rRNA de la subunidad pequeña del ribosoma.

Existen numerosas técnicas serológicas para la detección de anticuerpos anti-Leishmania en pacientes de LV y LMC como la inmunofluorescencia indirecta (IFI), enzimoinmunoensayo, aglutinación directa e immunoblot. No obstante, la mayoría de ellos presenta una serie de limitaciones a tener en cuenta: i) los títulos de anticuerpos, aunque decaen tras el tratamiento, permanecen detectables durante varios años; ii) una proporción significativa de individuos sanos de áreas endémicas tienen anticuerpos debidos a infecciones asintomáticas, y iii) pueden presentar reacciones cruzadas con enfermedad de Chagas, enfermedad del sueño, lepra, malaria, esquistosomiasis, lupus eritematoso, sífilis y con algunos procesos autoinmunes15. En nuestro entorno, la IFI es la técnica serológica de referencia considerándose positivos aquellos sueros con un título de anticuerpos ≥1/80. Presenta una sensibilidad y especificidad que oscila entre el 80–100%. En pacientes coinfectados por Leishmania y VIH la serología es positiva solo en el 40–50% de los casos.

Se han comercializado varias pruebas inmunocromatográficas que utilizan el antígeno recombinante rK39 y se encuentran disponibles en el mercado. Un metaanálisis reciente que incluyó 13 estudios validados del dipstick rK39 en LV mostró unas estimaciones de sensibilidad y especificidad del 94% y 95%, respectivamente.

La prueba de aglutinación con látex (KAtex®), detecta un antígeno carbohidrato de bajo peso molecular, estable al calor, en la orina de los pacientes con LV. Parece ser un buen indicador de leishmaniasis activa ya que se ha comprobado que la antigenuria se vuelve negativa después de un tratamiento con éxito y, además, es ajeno a la situación inmunológica del paciente. El KAtex® ha demostrado ser altamente sensible en pacientes coinfectados durante los episodios clínicos, cuando la carga parasitaria es alta. En 2 estudios realizados en España, encuentran una sensibilidad del 85,7% y 100% respectivamente16.

Las pruebas diagnósticas más adecuadas varían dependiendo de la etapa de la infección en la que se encuentra el paciente. En el caso de una infección aguda o reciente se utilizarán técnicas de detección del parásito, mientras que si el individuo se encuentra en la etapa crónica en la que la parasitemia es baja, intermitente o nula, el diagnóstico se basará, fundamentalmente, en la determinación de anticuerpos específicos anti-T. cruzi.

Durante la fase aguda, los tripomastigotes son abundantes en sangre periférica y su detección se realiza mediante pruebas parasitológicas directas como la observación microscópica en fresco, tinción Giemsa de gota gruesa o frotis sanguíneos o mediante técnicas de concentración como la prueba de Strout y el microhematocrito. Esta última mejora el redimiendo de la microscopía convencional y resulta muy útil para el diagnóstico de las infecciones congénitas17.

Las dianas más utilizadas son el kDNA y la secuencia repetida de ADN satélite. En ambos protocolos de PCR, es posible conseguir la detección de un solo parásito por mililitro de muestra, e incluso cantidades inferiores18. En la fase aguda es una herramienta diagnóstica más sensible que los métodos parasitológicos tradicionales mientras que en la fase crónica, la PCR es una prueba complementaria y es útil como criterio parasitológico de seguimiento del tratamiento tripanocida. Se han desarrollado protocolos de RTQ-PCR que utilizan las mismas dianas que la PCR tradicional de diagnóstico.

Al comienzo de la enfermedad de Chagas se detectan anticuerpos del tipo IgM que desaparecerán precozmente, seguidos de IgG que permanecen toda la vida en ausencia de tratamiento. La detección de anticuerpos anti-T. cruzi se puede llevar a cabo mediante técnicas que utilizan parásitos completos o fracciones antigénicas complejas o semipurificadas de epimastigotes y entre las que se encuentran la IFI, la hemaglutinación indirecta y el ELISA. Estos métodos son altamente sensibles, pero presentan reacciones cruzadas en leishmaniasis malaria, sífilis, toxoplasmosis, hepatitis, esquistosomiasis, artritis reumatoide, paracoccidiodomicosis, mononucleosis y enfermedades autoinmunes. Las nuevas técnicas serológicas que emplean antígenos recombinantes son más específicas que las que emplean extractos crudos del parásito. Dentro de este último grupo, destacan las tiras inmunocromatográficas que permiten obtener un resultado en 10–15min.

Ningún ensayo serológico alcanza el 100% de sensibilidad y especificidad, de manera que el diagnóstico serológico de certeza continúa basándose en la concordancia de, por lo menos, 2 técnicas de principio y antígenos diferentes19. Cuando los resultados son discordantes, es necesario realizar otra prueba de confirmación y diagnóstico diferencial con otras enfermedades que pueden dar lugar a reacciones falsamente positivas.

La tripanosomiasis africana (TA) es una enfermedad propia del África subsahariana donde existen múltiples pequeños focos endémicos. Esta enfermedad tiene 2 variedades con importantes diferencias clínicas y epidemiológicas: la causada por Trypanosoma brucei rhodesiense, y la causada por Trypanosoma brucei gambiense.

El proceso es similar al descrito para T. cruzi: Si la parasitemia es muy alta puede bastar con un examen en fresco de plasma, o con una extensión y gota gruesa teñidas con Giemsa. Los métodos de Strout, la microcentrifugación y la centrifugación en mini columnas de intercambio aniónico mejoran la sensibilidad. También se deben examinar muestras de aspirado ganglionar, de las lesiones cutáneas y el líquido cefalorraquídeo. Para diagnóstico serológico se emplean técnicas de aglutinación en tarjetas y existen otras pruebas serológicas y de PCR disponibles en centros de referencia.

Hay 5 especies de Schistosoma que parasitan al humano. La esquistosomiasis intestinal la producen Schistosoma mansoni, Schistosoma intercalatum, Schistosoma japonicum y Schistosoma mekongi. La esquistosomiasis urinaria la produce Schistosoma haematobium. En ocasiones S. mansoni y S. haematobium producen lesiones medulares y S. japonicum en el sistema nervioso central. La reacción cutánea a la penetración de las cercarias la pueden producir las especies antes mencionadas y también organismos similares (Trichobilharcia spp.) que parasitan aves acuáticas. El diagnóstico serológico mediante ELISA es el método más sensible para detectar infección por Schistosoma spp. pero los títulos pueden persistir positivos después de tratamiento eficaz.

Independientemente de la importancia de los artrópodos como vectores de enfermedades, se revisan los principales artrópodos de distribución tropical capaces de parasitar temporalmente al humano.

Son organismos similares a artrópodos y a moluscos. Los 2 más importantes son Linguatula serrata que se adquiere al comer hígado crudo y provoca tos y rinorrea sanguinolenta y Armillifer armillatus que se adquiere al consumir crudos carne de serpiente o alimentos contaminados con heces de ofidio y produce lesiones pseudoquísticas en vísceras o serosas. Se identifican por su morfología macroscópica.

Los autores declaran no tener conflicto de intereses.