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Vol. 88. Núm. 1.
Páginas 71-79 (Marzo 2017)
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Vol. 88. Núm. 1.
Páginas 71-79 (Marzo 2017)
Taxonomía y sistemática
DOI: 10.1016/j.rmb.2017.01.014
Open Access
Uso del código de barras de la vida para detectar problemas taxonómicos en Cerambycidae (Coleoptera: Chrysomeloidea) de un bosque tropical caducifolio
Barcoding for detecting taxonomic problems in Cerambycidae (Coleoptera: Chrysomeloidea) from a dry tropical forest
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Oscar Pérez-Floresa,
Autor para correspondencia
oscar_skopt@ciencias.unam.mx

Autor para correspondencia.
, Víctor Hugo Toledo-Hernándezb, Alejandro Zaldívar-Riveróna
a Colección Nacional de Insectos, Instituto de Biología, Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad Universitaria, Apartado postal 70-233, 04510, Ciudad de México, México
b Centro de Investigación en Biodiversidad y Conservación, Universidad Autónoma del Estado de Morelos, Av. Universidad 1001, Col. Chamilpa, 62209, Cuernavaca, Morelos, México
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Resumen

El uso del locus del código de barras de la vida, además de agilizar la identificación de especies, permite la detección de problemas taxonómicos en grupos en donde la información morfológica no es concluyente. En este trabajo se presenta un estudio faunístico de la familia Cerambycidae (Coleoptera) de la estación de Biología de Chamela, Jalisco, México, empleando evidencia morfológica y secuencias del código de barras. Fueron recolectados un total de 720 ejemplares de los cuales se identificaron 144 especies agrupadas en 82 géneros, 34 tribus y 4 subfamilias. Once de estas especies son nuevos registros para la región, 8 para el estado de Jalisco y uno para México. Se analizaron 217 secuencias para 120 de las morfoespecies discriminadas. A partir de estas secuencias se delimitaron 132 unidades taxonómicas moleculares con base en el criterio del 2% de divergencia genética, 110 de las cuales fueron congruentes con la identificación morfológica. El uso de la información molecular permitió detectar problemas taxonómicos en 8 especies con variación morfológica considerable. Este trabajo representa el primer estudio faunístico de la familia para México que utiliza el locus del código de barras como herramienta para la delimitación de especies.

Palabras clave:
Taxonomía
Citocromo oxidasa I
México
Neotrópico
Insecta
Abstract

DNA barcoding, besides accelerating species identification, also allows the detection of taxonomic problems in groups where the morphological information is not conclusive. This paper presents a faunistic study of the family Cerambycidae (Coleoptera) from the Chamela Biological Station in Jalisco, Mexico, using both morphological and DNA barcoding evidence. We collected 720 specimens, of which 144 species were identified belonging to 82 genera, 34 tribes and 4 subfamilies. Eleven of these species are new records for the region, 8 for the state of Jalisco and 1 for Mexico. We analyzed 217 sequences for 120 of the discriminated morphospecies. From these sequences, we delimited 132 molecular taxonomic units based on the 2% genetic divergence criterion, 110 of which were consistent with morphological identification. The use of molecular information allowed us to detect taxonomic problems in 8 species with considerable morphological variation. This work represents the first faunistic study for the family in Mexico using the DNA barcoding locus as a tool to delimit species.

Keywords:
Taxonomy
Cytochrome oxidase I
Mexico
Neotropical
Insecta
Texto completo
Introducción

El locus del código de barras de la vida en animales (658 pares de bases del gen mitocondrial citocromo oxidasa I) es un marcador genético de gran utilidad para el reconocimiento de especies, debido a que su tasa de divergencia nucleotídica es generalmente mucho menor a nivel intra- que interespecífico (Gregory, 2005; Hebert y Gregory, 2005; Hebert, Ratnasingham y de Waard, 2003). Esta característica hace que sea particularmente atractivo para el estudio taxonómico de grupos megadiversos y poco estudiados de invertebrados, ayudando a detectar problemas taxonómicos, especies crípticas, plasticidad fenotípica e inclusive asociar estadios dentro del ciclo de vida de una especie (Ceccarelli, Sharkey y Zaldívar-Riverón, 2012; Hebert et al., 2003; Lanteri, 2007). En este sentido, el uso de información genética representa una herramienta muy útil para la identificación y resolución de problemas taxonómicos en varias familias de coleópteros (p. ej. Raupach et al., 2010; Cline y Huether, 2011; Davis et al., 2011).

La familia Cerambycidae es una de las familias con mayor riqueza de especies en el orden Coleoptera, se estiman en el mundo alrededor de 35,000 especies descritas (Švácha y Lawrence, 2014), para el Continente Americano se registran alrededor de 9,000 (Bezark, 2016). En México se han registrado 1,621 especies de cerambícidos, siendo 788 (alrededor del 50%) endémicas para el país (Noguera, 2014) y se pueden encontrar desde el nivel del mar hasta sitios de alta montaña a más de 4,000 metros de altitud (Bezark, 2016). La familia está dividida en 8 subfamilias (Švácha y Lawrence, 2014), de las cuales solo Dorcasominae no se ha reportado para el territorio mexicano (Noguera, 2014). Los cerambícidos tienen una considerable diversidad morfológica, aunque casi siempre es posible distinguirlos por la presencia de antenas que a veces son 2 o 3 veces más largas que el cuerpo, así como por tener ojos facetados y tarsos pseudotetrámeros, con el cuarto tarsómero muy reducido (Linsley, 1961; Noguera, 2014). El tamaño de los cerambícidos es muy variable, presentando especies con una longitud que va de los 2.5 (Cyrtinus sp.) hasta los 180mm (Titanus giganteus). Este grupo comprende especies fitófagas, aunque las larvas son generalmente xilófagas, razón por la que adquieren un importante papel ecológico ya que participan en la descomposición de materia orgánica y circulación de los minerales hacia el suelo (Linsley, 1961). La considerable riqueza específica y la gran diversidad de formas y hábitos presentes en Cerambycidae se relacionan directamente con un gran número de problemas taxonómicos en cuanto a su clasificación y reconocimiento de especies. En México, son pocos los estudios dirigidos a resolver problemas taxonómicos en Cerambycidae, siendo las principales revisiones genéricas (Toledo, 1997; 2005; Noguera, 2002).

La Estación de Biología de Chamela (EBCh) del Instituto de Biología de la Universidad Nacional Autónoma de México (IB-UNAM), se encuentra localizada en una de las regiones de bosque tropical caducifolio mejor preservadas en territorio mexicano. Esta estación representa uno de los principales sitios en el país en donde se realiza investigación tanto de tipo faunístico como florístico. En cuanto a coleópteros, pocos son los trabajos que han permitido conocer la riqueza de especies de algunas familias presentes en esta región (p. ej. Noguera, Vega, García y Quesada, 2002). Con respecto a Cerambycidae, en la EBCh se realizó un estudio faunístico derivado de 10 años de muestreo (Chemsak y Noguera, 1993), en el que se reportaron 306 especies, de las cuales solo 260 están determinadas a nivel específico y se describieron 2 géneros y 23 especies nuevas para la ciencia. No obstante, a pesar de lo exhaustivo de este estudio, la lista de especies en la región podría aumentar debido a la biología que caracteriza a los cerambícidos y a su problemática en la taxonomía de varios géneros y especies reportados.

En el presente estudio se obtuvieron secuencias del código de barras de la vida para ejemplares pertenecientes a 120 especies de Cerambycidae en la EBCh. La generación de esta base de datos genética y su posterior comparación con la morfología externa de los ejemplares examinados permitió identificar 8 casos de especies en donde existe incongruencia entre estos 2 tipos de evidencia, y en las cuales, por lo tanto, es necesario realizar estudios taxonómicos más detallados. Además, se reportan 11 nuevos registros de especies para la región, 8 para el estado de Jalisco, así como un nuevo registro para el país. Este estudio representa el primer inventario para la familia en una región del territorio mexicano en donde se emplea como herramienta para la delimitación de especies el código de barras de la vida, y demuestra el valor que puede tener el uso de diferentes sistemas de caracteres para la realización de inventarios faunísticos de grupos megadiversos y poco estudiados.

Materiales y métodos

La EBCh del IB-UNAM se localiza en el estado de Jalisco, México, en el municipio de la Huerta, a 2km al oeste de la costa y 6km al sureste de la Bahía de Chamela (19°30′ y 19°33′ N, 105°00′ y 105°03′ O). Los tipos de vegetación predominantes son el bosque tropical caducifolio y la selva mediana subperennifolia (Bullock y Solís-Magallanes, 1990). Por la dinámica de lluvias se originan 2 épocas marcadas: una húmeda que va de junio a octubre, y una seca entre noviembre y junio (Bullock, 1986, 1988).

Los ejemplares se obtuvieron de 10 salidas al campo realizadas de los años 2009 al 2012. De estas salidas, 4 se realizaron en periodo de secas y 6 en época de lluvias. Los ejemplares se recolectaron con trampas de luz negra y blanca, trampas malaise, red de golpeo, red aérea y por recolecta directa. Los organismos fueron preservados en alcohol de 96° y refrigerados a -20°C hasta el momento de ser montados o procesados para su secuenciación. Los organismos fueron revisados con un microscopio estereoscópico marca Zeiss® Stemi DV4. La identificación a nivel de género y especie se realizó con base en literatura especializada y mediante la comparación directa con material depositado en la Colección Nacional de Insectos del IB-UNAM. Además, algunas de las especies fueron determinadas por el Dr. Miguel Monné.

Generación de secuencias de ADN

El trabajo de laboratorio se llevó a cabo en la Universidad de Guelph, Ontario, Canadá y en el Laboratorio de Biología Molecular de Zoología del IB-UNAM. En el caso de los ejemplares secuenciados en la Universidad de Guelph, se utilizó el protocolo descrito por Ivanova, Dewaard y Hebert (2006). El trabajo de laboratorio en el IB-UNAM consistió en la extracción de ADN genómico y amplificación del locus del código de barras de la vida. Para la extracción de ADN genómico se usó el kit «Dneasy blood and tissue extraction» (QIAGEN®) siguiendo el protocolo del fabricante. La extracción de ADN se obtuvo a partir de aproximadamente 20mg de tejido muscular de la pata o abdomen de cada individuo.

El marcador genético secuenciado correspondió a un fragmento de 600-658 pares de bases del gen mitocondrial citocromo oxidasa I (COI). Para la amplificación del ADN se preparó una solución con un volumen total de 15μL, el cual contenía: 10.475μL de ddH2O, 1.25μL de 10×PCR buffer, 0.5μL de 50mM MgCl2, 0.25 de 10mM dNTP mix, 0.2μL de primer forward, 0.2μL de primer reverse, 0.125μL de Taq polimerasa platino (Invitrogen®, Carlsbad, CA, EE. UU.), y 2-3μL de ADN (20-50 nanogramos). Las amplificaciones se realizaron utilizando los oligonucleótidos LCO1490 y HCO2198 diseñados por Folmer, Black, Hoeh, Lutz y Vrijenhoek (1994). Las condiciones de amplificación fueron las siguientes: un paso inicial de desnaturalización de 3 min a 95°C, seguido de 30 ciclos de 94°C durante 45 segundos, 50°C durante 45 segundos (temperatura a la cual se observó mejor alineamiento) y 72°C durante un minuto, y un paso de extensión final a 72°C durante 5 min, dejando por último a una temperatura constante de 4°C.

Los productos de PCR sin purificar fueron enviados a la Unidad Genómica de Alto Rendimiento de la Universidad de Washington para la obtención de las secuencias. Todas las secuencias fueron editadas usando el programa MEGA versión 6.0 (Tamura, Stecher, Peterson, Filipski y Kumar, 2013) y alineadas manualmente con base en la traducción de aminoácidos. Se tomaron fotografías con un microscopio estereoscópico marca Leica® Z16 APOA y una cámara Leica® DFC490 para los organismos de talla menor a 2 cm. Para los insectos de mayor tamaño, se tomaron fotografías con una cámara Nikon® Coolpix P100 multiráfaga. Todas las secuencias y fotografías generadas fueron subidas a la página de BOLD (http://www.boldsystems.org/), en el proyecto público «Cerambycidae de Chamela» (CER Project). Esa información es presentada en dicha página web junto con los datos de recolecta de cada organismo y el número de acceso de GenBank de las secuencias generadas.

La delimitación de especies a partir de las secuencias generadas del gen COI se realizó usando el criterio de divergencia genética del 2% (Hebert et al., 2003). Para este método, las distancias genéticas corregidas se calcularon empleando el modelo de evolución K2P (Kimura, 1980) y se visualizaron en un fenograma empleando el método de distancias de «neighbor joining». Las distancias genéticas y el fenograma fueron reconstruidos con la plataforma de BOLD (www.boldsystems.org).

Resultados

En el apéndice 1 se presenta una lista de las especies identificadas, así como el número de ejemplares recolectados y secuenciados. Se recolectaron e identificaron 720 ejemplares, obteniéndose 144 especies agrupadas en 82 géneros y 34 tribus pertenecientes a las subfamilias Prioninae, Lepturinae, Cerambycinae y Lamiinae. De estas especies, 11 son nuevos registros para la región de Chamela: Anisopodus mexicanus Bates 1881, Leptostylus cretatellus Bates 1863, Lepturges angulatus (LeConte 1852), Lepturges macilentus Bates 1881, Neoclytus augusti (Chevrolat 1835), Oreodera glauca glauca (Linnaeus 1758), Ozineus cribripennis Bates 1885, Psapharochrus borrei (Dugés 1885), Psyrassa nigroaenea Bates 1892, Ptericoptus caudalis Bates 1880 y Xeranoplium bicolor Chemsak y Linsley 1963. Para Jalisco se reportan como registros nuevos a: A. mexicanus, L. cretatellus, L. angulatus, L. macilentus, O. cribripennis, P. nigroaena, P. caudalis y X. bicolor. Además, se reporta como registro nuevo para México a O. cribripennis.

Delimitación de especies

Se generaron 228 secuencias, de las cuales se descartaron 11 por contener dobles picos en sus cromatogramas. Las 217 secuencias restantes corresponden a 120 de las 144 especies identificadas con evidencia morfológica. El fenograma obtenido se presenta en el material suplementario. La delimitación de especies con base en el criterio de 2% de divergencia genética permitió identificar 132 unidades taxonómicas moleculares, 110 de las cuales fueron congruentes con la identificación morfológica. Ocho morfoespecies presentaron incongruencia con la evidencia molecular. La información molecular dividió a estas morfoespecies en distintas unidades taxonómicas que están separadas por distancias genéticas superiores al 2%. Las especies en las que existe esta incongruencia pertenecen a los géneros Acanthoderes, Essostrutha, Nemognathomimus, Neoclytus, Ornithia, Ozineus y Psyrassa.

DiscusiónRiqueza de especies de Cerambycidae en la región de Chamela

El presente trabajo representa el primer estudio faunístico de cerambícidos en una región del territorio mexicano en donde se utiliza la información del código de barras de la vida como herramienta para la delimitación de especies. Entre los resultados obtenidos se aportan 11 especies como registros adicionales al estudio faunístico previo de la familia en la región de Chamela, el cual derivó de 10 años de muestreo en la zona (Chemsak y Noguera, 1993). Los nuevos registros reportados en nuestro estudio, resaltan la importancia de llevar a cabo trabajos faunísticos para Cerambycidae por largos periodos de tiempo, lo cual permitirá conocer su riqueza real de especies y también aportará información sobre sus ciclos de vida, ya que algunas tienen ciclos de vida mayores a 10 años (Linsley, 1961).

Detección de problemas taxonómicos

El uso de herramientas moleculares en estudios de biodiversidad no solo agiliza y facilita la delimitación de especies, sino también sirve como una herramienta adicional para resolver problemas taxonómicos. Estos tipos de enfoques pueden ayudar considerablemente a la taxonomía de Cerambycidae, en donde no se tienen claros los límites de especies en varios de sus géneros. Las incongruencias encontradas entre la evidencia morfológica y molecular para algunas de las especies identificadas ocurrieron en géneros pobremente estudiados en los que no existen claves ni estudios taxonómicos exhaustivos. Además, estos géneros presentan una variación morfológica considerable en sus caracteres diagnósticos, especialmente los de coloración. A continuación se explican los casos de incongruencia morfológica y molecular encontrados y se discute la variación morfológica presente en estos taxones. Esta información facilitará la realización de estudios posteriores más profundos para los taxones involucrados con el fin de resolver de manera conclusiva los límites entre sus especies.

Acanthoderes ramirezi

Los resultados obtenidos permitieron identificar una morfoespecie, identificada como A. ramirezi. No obstante, la información del código de barras delimitó 3 unidades taxonómicas moleculares. De acuerdo con Chemsak y Hovore (2002), A. ramirezi (figs. 1B, C y D) se reconoce por sus ojos toscamente facetados, con lóbulo inferior grande, la forma de los tubérculos del pronoto, indistintas gibosidades en la base de los élitros y la presencia de fascias blancas en los élitros. En los ejemplares recolectados, las 3 últimas características presentan una variación considerable. Por esta razón, A. ramirezi se confunde frecuentemente con otras especies de este y otros géneros que también tienen fascias de color blanco en los élitros, tales como Acanthoderes quadrigibba, Aegomorphus albosignus (fig. 1A) y P. borrei, esta última anteriormente incluida dentro de Acanthoderes (Chemsak y Hovore, 2002).

Figura 1.

A) Aegomorphus albosignus Chemsak y Noguera; B, C y D), Acanthoderes ramirezi Chemsak y Hovore, vista dorsal.

(0,61MB).

Chemsak y Hovore (2002) mencionaron que la variación en coloración en las especies de Acanthoderes es congruente con la distribución geográfica de las especies reconocidas. No obstante, en las 3 unidades taxonómicas asignadas a A. ramirezi que fueron delimitadas existen diferencias morfológicas claras no solo en coloración de élitros y pronoto, sino también en la longitud que tienen las protuberancias del pronoto y élitros (fig. 1).

Essostrutha laeta

Fue identificada una especie para los ejemplares asignados a este género, E. laeta, aunque la información molecular separó a los ejemplares de color naranja con puntuaciones negras en la base y ápice de los élitros de los ejemplares con un solo color en cabeza, pronoto y élitros, y con puntuaciones menos evidentes en el pronoto. En su revisión de Essostrutha, Chemsak (1978) menciona que la variación de coloración en E. laeta representa dimorfismo sexual, y sugiere que los machos generalmente tienen una sola coloración, aunque ocasionalmente pueden presentar el ápice de los élitros de color negro, mientras que las hembras tienen los élitros con una estrecha banda negra en la base y mayor área negra en el ápice, aunque se ha registrado que ambos sexos pueden presentar los élitros totalmente oscuros o negros. La evidencia molecular para los ejemplares originalmente asignados a E. laeta refuta la propuesta de Chemsak (1978). Al revisar los ejemplares, se observó una variación considerable de coloración en ambos sexos (fig. 2), que concuerda con la delimitación con evidencia molecular, la cual separa a los ejemplares de un solo color de los que presentan puntuaciones negras en base y ápice de los élitros de color negro, independientemente de su sexo.

Figura 2.

A-D) Essostrutha laeta (Newman) vista dorsal, C) hembra, D) macho.

(0,5MB).
Nemognathomimus

La morfología de los ejemplares indica la presencia de una sola especie con dicromatismo sexual, Nemognathomimus opacipennis (fig. 3). Chemsak y Noguera (1993) describen coloración negra en la cabeza para los machos de esta especie, y coloración naranja en la cabeza para las hembras. Sin embargo, nuestros datos moleculares muestran una distancia genética intraespecífica considerable para los ejemplares secuenciados asignados a N. opacipennis (hasta 4.43%), dividiéndolos en 2 unidades taxonómicas moleculares. Solo se cuenta con secuencias de 3 ejemplares para este taxón, por lo que estudios subsecuentes con un mayor muestreo de ejemplares de ambos sexos permitirá conocer si en realidad existen 2 especies involucradas y no una sola con dicromatismo sexual.

Figura 3.

A y B) Nemognathomimus opacipennis Chemsak y Noguera, vista dorsal.

(0,2MB).
Neoclytus

La identificación morfológica permitió reconocer una especie, N. augusti, aunque la evidencia molecular la dividió en 2 unidades taxonómicas moleculares. Chemsak y Noguera (1993) incluyen a Neoclytus en su listado con 2 especies, aunque no fueron determinadas a nivel específico. Las especies de Neoclytus no han sido estudiadas para México, lo que imposibilitó la identificación de especies usando una clave taxonómica. En este estudio, las especies de Neoclytus se identificaron con base en las descripciones originales. Giesbert (1989) y di Iorio (1995) realizaron estudios taxonómicos para Neoclytus, en los cuales elaboraron claves taxonómicas para las especies de Panamá y Argentina, respectivamente. En dichas claves, los autores hacen referencia a las bandas de setas del pronoto y élitros como carácter importante para la identificación de las especies. Estas bandas, así como la coloración y forma de los antenómeros, se utilizaron para identificar a N. augusti (fig. 4), la cual es muy similar a Neoclytus tenuiscriptus, igualmente reportada para el estado de Jalisco.

Figura 4.

A y B) Neoclytus augusti (Chevrolat), vista dorsal.

(0,19MB).

La principal diferencia morfológica observable entre los ejemplares secuenciados de N. augusti es la coloración de las bandas sobre los élitros, así como la coloración en los antenómeros terminales. Estos 2 caracteres son muy variables en los individuos recolectados, en particular las bandas de los élitros, las cuales incluso varían en forma. La evidencia molecular separó los ejemplares con coloración amarilla en las bandas de los élitros y antenómeros terminales café claro (fig. 4A) de los que presentan coloración blanca en las bandas elitrales y antenómeros terminales café oscuro (fig. 4B). Este resultado enfatiza la necesidad de realizar una revisión del género, en particular para el territorio mexicano, en donde a la fecha se han reportado 14 especies (Bezark, 2016).

Ornithia

Este género monotípico está representado por O. mexicana (fig. 5), la cual tiene 2 subespecies reconocidas, Ornithia m. mexicana y Ornithia m. zapotensis. El carácter propuesto para distinguir a estas subespecies es la coloración de las bandas sobre el pronoto (Tippmann, 1960). En O. m. mexicana, estas bandas varían de blanco a amarillento, mientras en O. m. zapotensis son de color amarillo limón. Los resultados moleculares delimitaron a 2 unidades taxonómicas moleculares, una para los ejemplares con fémures claramente clavados y bandas blancas sobre el pronoto y élitros (figs. 5C y D), y otra representada por ejemplares con bandas amarillas en el pronoto y élitros (fig. 5A y B). Estos resultados apoyan la asignación de especies para Ornithia anteriormente propuesta por Sturm (1843) y Tippmann (1960).

Figura 5.

A-D), Ornithia mexicana (Sturm), vista dorsal.

(0,43MB).
Ozineus

La incongruencia que fue encontrada en este género pertenece a O. cribripennis (fig. 6), la cual no se tenía reportada para México. Ozineus había sido anteriormente reportado para el país con 2 especies, Ozineus arietinus y Ozineus spinicornis (Bezark, 2016). La delimitación mediante COI derivó en 2 unidades taxonómicas moleculares. La principal diferencia observable en los ejemplares de los 2 grupos delimitados por COI son las puntuaciones sobre el pronoto y élitros, anillos en el escapo, además de la diferencia en la abundancia de pubescencia sobre todo el cuerpo.

Figura 6.

A y B) Ozineus cribripennis Bates, vista dorsal.

(0,28MB).
Psyrassa

Para este género se encontraron 2 incongruencias entre la información morfológica y molecular en 2 especies distintas. Psyrassa pertenece a una de las tribus con más problemas taxonómicos y con mayor riqueza de especies de Cerambycidae, Elaphidiini (Chemsak, Linsley y Hovore, 1988), teniendo su mayor riqueza en México y Centroamérica (Toledo, 2005). Uno de los casos de incongruencia se detectó en la especie asignada a Psyrassa cylindricollis (fig. 7A y B). Toledo (2005) indicó que esta especie es morfológicamente similar a Psyrassa brevicornis, de la cual solo se distingue por la longitud de las antenas, las cuales son más largas en P. cylindricollis. No obstante, en este trabajo se observó que la longitud de las antenas en P. cylindricollis varía considerablemente. Otro de los caracteres que delimitan a P. cylindricollis es la longitud de la espina del tercer artejo antenal, aunque también es muy variable. Incluso, en nuestros ejemplares examinados se pudieron observar ejemplares con antenas largas pero con la espina del tercer artejo pequeña (menor o igual que 1/3) o viceversa.

Figura 7.

A y B), Psyrassa cylindricollis Linsley; C) y D) Psyrassa nigroaena Bates, vista dorsal.

(0,39MB).

El segundo caso de incongruencia en Psyrassa se encontró entre los ejemplares asignados a P. nigroaena (fig. 7C y D). Toledo (2005) discutió sobre el parecido de esta especie con Psyrassa katsurae, las cuales se distinguen por diferencias en la coloración del integumento, la talla completa del ejemplar y las espinas de 2 artejos antenales. Al igual que P. cylindricollis, estos caracteres son muy variables intraespecíficamente, ya que se observaron ejemplares de talla mayor a la descrita en la revisión del género que presentaban el integumento negro.

Como consideración final, el presente trabajo remarca la importancia del uso de herramientas moleculares en estudios de biodiversidad, sobre todo para los grupos de invertebrados megadiversos y poco estudiados, ya que no solo agilizan y facilitan la identificación de especies, sino que además permiten detectar problemas taxonómicos en taxones en donde la información morfológica no logra discernir la variación intra- de la interespecífica. Las investigaciones que empleen un criterio de taxonomía integradora (sensuPadial y de la Riva, 2010) deben ser regularmente utilizadas en estudios de biodiversidad debido a su mayor nivel de resolución en el reconocimiento y delimitación de especies. Los estudios taxonómicos posteriores que se lleven a cabo para los taxones aquí mencionados se verán beneficiados con la evidencia presentada en este estudio.

Agradecimientos

Agradecemos a Alicia Valerio por el apoyo otorgado durante la realización de este trabajo, a Miguel Monné por la ayuda en la identificación de algunas especies, a Felipe Noguera por confirmar la identificación de algunos ejemplares, a Cristina Mayorga y Guillermina Ortega por su asistencia en la curación del material entomológico examinado y a Carlos Pedraza y Andrea Jiménez por su asesoría en el trabajo de laboratorio. A. Zaldívar recibió apoyo financiero por parte de la Conabio (proyecto HB033) y el Conacyt (Red Temática del Código de Barras de la Vida) para la realización de este estudio. Este trabajo formó parte de la tesis de licenciatura de O. Pérez Flores.

Apéndice 1. Lista de especies de Cerambycidae de la Estación de Biología Chamela, Jalisco, México registradas en el presente estudio. Entre paréntesis se presenta el número de ejemplares recolectados y secuenciados para cada especie, respectivamente. * Especies registradas en este estudio, delimitadas con morfología. ^ Especies registradas en este estudio, delimitadas con morfología y COI.

Prioninae

Pionini

^ Derobrachus sulcicornis Audinet-Serville, 1832 (2, 2)

Macrotomini

^ Strongylaspis corticarius (Erichson in Schomburg, 1848) (4, 1)

Lepturinae

Lepturini

^ Nemognathomimus michelbacheri Chemsak y Giesbert, 1986 (1, 1)

^ N. opacipennisChemsak y Noguera, 1993 (3, 3)

* Strangalia bicolorella Chemsak, 1969 (1)

^ S. cavaventra Chemsak, 1969 (1, 1)

^ S. doyeni Chemsak y Linsley, 1976 (1, 1)

^ S. hamatipes Giesbert, 1986 (3, 1)

Cerambycinae

Bothriospilini

^ Gnaphalodes trachyderoides Thomson 1861 (3, 1)

Cerambycini

^ Juiaparus mexicanus (Thomson, 1861) (6, 2)

Clytini

^ Neoclytus augusti (Chevrolat, 1835) (9, 2)

* Placosternus difficilis (Chevrolat, 1862) (3)

Dryobiini

^ Ornithia mexicana (Sturm, 1843) (8, 4)

Eburiini

^ Eburia chemsakiNoguera, 2002 (5, 2)

^ E. juanitae Chemsak y Linsley, 1970 (7, 1)

^ E. laticollis Bates, 1880 (9, 6)

^ E. nigrovittata Bates, 1884 (3, 1)

^ E. paraegrota Chemsak y Linsley, 1973 (8, 2)

^ E. perezi Chemsak y Giesbert, 1986 (3, 1)

^ E. powelli Chemsak y Linsley, 1970 (5, 1)

* Eburodacrys hesperidis Chemsak y Linsley 1970 (1)

^ Susuacanga hatsueae Chemsak y Giesbert, 1986 (2, 1)

Elaphidiini

^ Aneflomorpha hovorei Chemsak y Noguera, 2005 (5, 2)

^ Anelaphus badius Chemsak, 1991 (3, 1)

^ A. maculatum (Chemsak y Noguera, 1993) (2, 1)

^ A. nitidipennis Chemsak y Linsley, 1968 (3, 1)

^ A. piceum (Chemsak, 1962) (5, 1)

* A. vernus Chemsak, 1991 (1)

* Anopliomorpha antennataChemsak y Noguera, 1993 (3)

^ A. gracilisChemsak y Noguera, 1993 (15, 3)

^ A. reticolle (Bates, 1885) (13, 2)

^ Conosphaeron concolor concolor Linsley, 1935 (22, 4)

^ Elaphidion mimeticum Schaeffer, 1905 (1, 1)

^ Ironeus duplex Bates, 1872 (3, 1)

^ I. pulcher Bates, 1880 (6, 2)

^ Megapsyrassa atkinsoni Chemsak y Giesbert, 1986 (2, 1)

^ M. linsleyi Chemsak y Giesbert, 1986 (3, 2)

^ Metironeus hovorei Chemsak, 1991 (19, 2)

^ Micropsyrassa doyeni Chemsak y Giesbert, 1986 (21, 2)

^ M. pilosella (Bates, 1892) (12, 2)

^ Pseudoperiboeum subarmatum Linsley, 1935 (18, 4)

^ Psyrassa basicornis Pascoe, 1866 (13, 3)

^ P. cylindricollis Linsley, 1935 (10, 2)

^ P. levicollisChemsak y Noguera, 1993 (16, 3)

^ P. megalopsChemsak y Noguera, 1993 (2, 1)

^ P. nigricornis Bates, 1892 (3, 1)

^ P. nigroaenea Bates, 1892 (7, 3)

^ P. sthenias Bates, 1892 (24, 5)

^ Stenosphenus languroides nitidicollis Linsley, 1935 (1, 1)

^ S. maccartyi Giesbert y Chemsak, 1989 (8, 2)

^ S. proruber Giesbert y Chemsak, 1989 (2, 1)

^ S. trispinosus Bates, 1872 (5, 2)

^ Stizocera plicicollis (Germar, 1824) (1, 1)

^ S. submetallica (Chemsak y Linsley, 1968) (14, 4)

^ Trichophoroides decipiens (Bates, 1880) (2, 1)

Hesperophanini

^ Xeranoplium bicolor Chemsak y Linsley, 1963 (5, 1)

^ X. pubescens Chemsak y Giesbert, 1986 (8, 2)

^ X. punticolle Chemsak y Linsley, 1963 (5, 3)

Hexoplonini

^ Stenygra histrio Audinet-Serville, 1834 (2, 1)

Hyboderini

^ Pachymerola ruficollis Giesbert, 1987 (6, 1)

Lissonotini

^ Lissonotus flavocinctus Dupont, 1836 (2, 1)

Methiini

^ Coleomethia crinicornis Hovore, 1987 (5, 1)

Neoibidionini

^ Neocompsa agnosta Martins, 1970 (1, 1)

^ N. alacris (Bates, 1885) (10, 2)

* N. punticollis punticollis (Le Conte, 1873) (1)

Obriini

^ Obrium discoideum (LeConte, 1873) (7, 1)

^ O. giesberti Hovore y Chemsak, 1980 (8, 1)

* O. maculatum (Olivier, 1795) (2)

Rhinotragini

^ Ameriphoderes amoena Chemsak y Linsley, 1979 (1, 1)

^ A. cribricollis Bates, 1892 (7, 2)

^ A. suavis Bates, 1885 (1, 1)

^ Forficuladeres sexualis Linsley, 1934 (1, 1)

^ Odontocera aurocincta Bates, 1873 (7, 1)

Rhopalophorini

^ Rhopalophora lineicollis Chevrolat, 1859 (4, 1)

^ R. miniaticollis Chevrolat, 1859 (3, 1)

^ R. rugicollis (Le Conte, 1858) (5, 1)

Smodicini

* Smodicum pacificum Linsley, 1934 (1)

Tillomorphini

^ Euderces nelsoni Chemsak, 1969 (13, 1)

* E. pulchra (Bates, 1874) (1)

Trachyderini

^ Axestoleus quinquepunctatus Bates, 1892 (10, 3)

* Ischnocnemis caerulescens Bates, 1885 (1)

* I. sexualis Bates, 1885 (1)

* Sphaenothecus trilineatus Dupont, 1838 (2)

^ Stenobatyle eburata (Chevrolat, 1862) (8, 4)

^ S. gracilis Chemsak, 1980 (5, 1)

^ S. miniatocollis (Chevrolat, 1862) (3, 1)

^ S. prolixa (Bates, 1892) (5, 2)

^ Trachyderes (Dendrobias) mandibularis Dupont in Audinet-Serville, 1834 (3, 1)

* Tylosis puncticollis Bates 1885 (1)

Lamiinae

Acanthocinini

* Anisopodus mexicanus Bates, 1881 (1)

^ Atrypanius conspersus (Germar, 1824) (5, 1)

^ A. implexus (Erichson 1847) (5, 2)

^ Baryssinus chemsaki Monné, 1985 (1, 1)

^ Eutrichillus comus (Bates, 1881) (5, 1)

^ Lagocheirus obsoletus Thomson, 1861 (18, 2)

^ Leptostylus cretatellus Bates, 1863 (9, 1)

^ Leptostylus sp. (3, 2)

^ Leptostylus sp. (1, 1)

^ Lepturges angulatus (LeConte, 1852) (7, 2)

^ L. limpidus Bates, 1872 (4, 2)

^ L. macilentus Bates, 1881 (1, 1)

^ Lepturges sp. (1, 1)

^ Lepturges sp. (2, 2)

^ Mecotetartus antennatus Bates, 1872 (5, 2)

^ Olenosus serrimanus Bates, 1872 (1, 1)

^ Ozineus cribripennis Bates, 1885 (3, 3)

* Urgleptes sp. (1)

^ Acanthocinini sp. (1, 1)

Acanthoderini

^ Acanthoderes ramireziChemsak y Hovore, 2002 (9, 2)

^ Aegomorphus albosignusChemsak y Noguera, 1993 (5, 1)

^ A. chamelae Chemsak y Giesbert, 1986 (10, 2)

* Oreodera brailovskyiChemsak y Noguera, 1993 (2)

^ O. glauca glauca (Linnaeus, 1758) (1, 1)

^ Peritapnia pilosa Chemsak y Linsley, 1978 (5, 2)

^ Psapharochrus borrei (Dugés, 1885) (13, 4)

Acrocinini

^ Acrocinus longimanus (Linnaeus, 1758) (1, 1)

Anisocerini

* Thryallis undatus (Chevrolat, 1834) (1)

Apomecynini

* Asyngenes sp. (1)

* Bebelis mexicana (Bates, 1885) (1)

^ Dorcasta dasycera (Erichson in Schomburg, 1848) (2, 1)

^ Ptericoptus caudalis Bates, 1880 (5, 3)

Desmiphorini

^ Cymatonycha castanea Bates, 1874 (3, 1)

* C. fasciataChemsak y Noguera, 1993 (2)

^ Desmiphora hirticollis (Olivier, 1795) (3, 1)

^ Estoloides (Estoloides) chamelaeChemsak y Noguera, 1993 (7, 1)

^ E. (Estoloides) scabracaulisChemsak y Noguera, 1993 (11, 1)

Hemilophini

* Cirrhicera basalis Gahan, 1892 (1)

^ Essostrutha binotata Bates, 1881 (1, 1)

^ E. laeta (Newman, 1840) (15, 10)

Monochamini

^ Neoptychodes trilineatus (Linnaeus, 1771) (6, 2)

^ Plagiohammus imperator (Thomson, 1868) (1, 1)

Onciderini

^ Lochmaeocles pseudovestitus Chemsak y Linsley, 1988 (11, 9)

^ Oncideres albomarginata chamela Chemsak y Giesbert, 1986 (1, 1)

^ O. rubra Franz, 1959 (1, 1)

Pogonocherini

^ Ecyrus lineicollis Chemsak y Linsley, 1975 (6, 1)

* Poliaenus herperus Chemsak y Linsley, 1988 (1)

Pteropliini

^ Ataxia alphaChemsak y Noguera, 1993 (11, 2)

Tapeinini

^ Tapeina transversifrons transversifrons Thomson, 1857 (3, 1)

Tetraopini

^ Phaea juanitae Chemsak y Linsley, 1988 (1, 1)

* P. maryanae Chemsak 1977 (1)

^ P. maxima Bates, 1881 (1, 1)

^ P. rufiventris Bates, 1872 (1, 1)

^ P. vitticollis Bates, 1872 (3, 1)

* Tetraopes discoideus LeConte, 1858 (1)

Referencias
[Bezark, 2016]
Bezark, L.G. (2016). Checklist of the Oxypeltidae, Vesperidae, Disteniidae and Cerambycidae, (Coleoptera) of the Western Hemisphere. Edición 2016, 492 [consultado 10 Jul 2016]. Disponible en: https://apps2.cdfa.ca.gov/publicApps/plant/bycidDB/wdefault.asp
[Bullock, 1986]
S.H. Bullock.
Climate of Chamela, Jalisco, and trends in the south costal region of Mexico, Archives for Meteorology.
Geophysics and Bioclimatology, 36 (1986), pp. 297-316
[Bullock, 1988]
S.H. Bullock.
Rasgos del ambiente físico y biológico de Chamela, Jalisco, México.
Folia Entomológica Mexicana, 77 (1988), pp. 5-17
[Bullock y Solís-Magallanes, 1990]
S.H. Bullock, J. Solís-Magallanes.
Phenology of canopy trees of a tropical deciduous forest in Mexico.
Biotropica, 22 (1990), pp. 22-35
[Ceccarelli et al., 2012]
F.S. Ceccarelli, M.J. Sharkey, A. Zaldívar-Riverón.
Species identification in the taxonomically neglected, highly diverse, Neotropical parasitoid wasp genus Notiospathius (Braconidae: Doryctinae) based on an integrative molecular and morphological approach.
Molecular Phylogenetics and Evolution, 62 (2012), pp. 485-495
[Chemsak, 1978]
J.A. Chemsak.
Review of the genus Essostrutha Thomson.
The Pan-Pacific Entomologist, 54 (1978), pp. 125-128
[Chemsak y Hovore, 2002]
J.A. Chemsak, F.T. Hovore.
New Mexican and Central American species of Acanthoderini with notes on others, part 2. (Coleoptera, Cerambycidae, Lamiinae).
Les Cahiers Magellanes, 16 (2002), pp. 1-27
[Chemsak et al., 1988]
J.A. Chemsak, E.G. Linsley, F.T. Hovore.
A concentration site for Cerambycidae in Jalisco, Mexico (Coleoptera).
The Pan-Pacific Entomolgist, 64 (1988), pp. 291-292
[Chemsak y Noguera, 1993]
J.A. Chemsak, F.A. Noguera.
Annotated checklist of the Cerambycidae of the Estación de Biología Chamela, Jalisco, Mexico (Coleoptera), with descriptions of new genera and species.
Folia Entomológica Mexicana, 77 (1993), pp. 123-140
[Cline y Huether, 2011]
A.R. Cline, J.P. Huether.
Revision of the nearctic blister beetle genus Tricrania LeConte, 1860 (Coleoptera: Meloidae: Nemognathinae).
Zootaxa, 2832 (2011), pp. 1-43
[Davis et al., 2011]
G.A. Davis, N.P. Havill, Z.N. Adelman, A. Caccone, L.T. Kok, S.M. Salom.
DNA barcodes and molecular diagnostics to distinguish an introduced and native Laricobius (Coleoptera: Derodontidae) species in eastern North America.
Biological Control, 58 (2011), pp. 53-59
[Di Iorio, 1995]
O.R. Di Iorio.
The genus Neoclytus Thomson, 1860 (Coleoptera: Cerambycidae: Clytini) in Argentina.
Insecta Mundi, 9 (1995), pp. 335-346
[Folmer et al., 1994]
O. Folmer, M. Black, W. Hoeh, R. Lutz, R. Vrijenhoek.
DNA primers for amplification of mitochondrial cytochrome c oxidase subunit I from diverse metazoan invertebrates.
Molecular Marine Biology and Biotechnology, 3 (1994), pp. 294-299
[Giesbert, 1989]
E.F. Giesbert.
A new species and new record in the genus Neoclytus Thomson (Coleoptera: Cerambycidae) for Panama.
The Coleopterists Bulletin, 43 (1989), pp. 269-273
[Gregory, 2005]
T.R. Gregory.
DNA barcoding does not compete with taxonomy.
Nature, 434 (2005), pp. 1067
[Hebert y Gregory, 2005]
P.D.N. Hebert, T.R. Gregory.
The promise of DNA barcoding for taxonomy.
Systematic Biology, 54 (2005), pp. 853-859
[Hebert et al., 2003]
P.D.N. Hebert, S. Ratnasingham, J.R. de Waard.
Barcoding animal life: cytochrome oxidase subunit 1 divergences among closely related species.
Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences, 270 (2003), pp. S96-S99
[Ivanova et al., 2006]
N.V. Ivanova, J.R. Dewaard, P.D.N. Hebert.
An inexpensive, automation-friendly protocol for recovering high-quality DNA.
Molecular Ecology Notes, 6 (2006), pp. 998-1002
[Kimura, 1980]
M. Kimura.
A simple method for estimating evolutionary rates of base substitutions through comparative studies of nucleotide sequences.
Journal of Molecular Evolution, 16 (1980), pp. 111-120
[Lanteri, 2007]
A.A. Lanteri.
Código de barras del ADN y sus posibles aplicaciones en el campo de la entomología.
Revista de la Sociedad Entomológica Argentina, 66 (2007), pp. 15-25
[Linsley, 1961]
E.G. Linsley.
The Cerambycidae of North America. Part I. Introduction.
University of California Publications Entomology, 18 (1961), pp. 1-135
[Noguera, 2002]
F.A. Noguera.
Revisión taxonómica de las especies del género Eburia Lepeletier y A. Serville in Lacordaire de Norte y Centroamérica.
Folia Entomológica Mexicana, 41 (2002), pp. 1-167
[Noguera, 2014]
F.A. Noguera.
Biodiversidad de Cerambycidae (Coleoptera) en México.
Revista Mexicana de Biodiversidad (Suplem.), 85 (2014), pp. S290-S297
[Noguera et al., 2002]
F.A. Noguera, J.H. Vega, A.N. García, M. Quesada.
Historia natural de Chamela.
Instituto de Biología, UNAM, (2002),
[Padial y de La Riva, 2010]
J.M. Padial, I. de La Riva.
A response to recent proposals for integrative taxonomy.
Biological Journal of the Linnean Society, 101 (2010), pp. 747-756
[Raupach et al., 2010]
M.J. Raupach, J.J. Astrin, K. Hannig, M.K. Peters, M.Y. Stoeckle, J.W. Wägele.
Molecular species identification of Central European ground beetles (Coleoptera: Carabidae) using nuclear rDNA expansion segments and DNA barcodes.
Frontiers in Zoology, 7 (2010), pp. 1-15
[Sturm, 1843]
J. Sturm.
Catalog der Kaefer-Sammlung von Jacob Sturm.
Verfasser, (1843),
[Švácha y Lawrence, 2014]
P. Švácha, J.F. Lawrence.
Cerambycidae Latreille, 1802.
Handbook of zoology. Arthropoda: Insecta. Coleoptera, Beetles, pp. 77-177
[Tamura et al., 2013]
K. Tamura, G. Stecher, D. Peterson, A. Filipski, S. Kumar.
MEGA6: molecular evolutionary genetics analysis version 6.0.
Molecular Biology and Evolution, 30 (2013), pp. 2725-2729
[Tippmann, 1960]
F.F. Tippmann.
Studien über neotropische longicornier III (Coleoptera, Cerambycidae).
Koleopterologische Rundschau, 37 (1960), pp. 82-217
[Toledo, 1997]
V.H. Toledo.
Revisión taxonómica del género Lagocheirus para México y Centroamérica.
Folia Entomológica Mexicana, 101 (1997), pp. 1-58
[Toledo, 2005]
V.H. Toledo.
Revisión taxonómica del género Psyrassa Pascoe (Coleoptera: Cerambycidae).
Acta Zoológica Mexicana (n.s.), 21 (2005), pp. 1-64

La revisión por pares es responsabilidad de la Universidad Nacional Autónoma de México.

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